안녕하세요, 현재 석사과정 중에 있는 대학원생입니다.. Endothelial cell(HUVEC, HPAEC, ...)들을 현재 배양 중에 있는데 이 세포들의 confluence를 100%로 채워서 mono-layer로 만들고 permeability를 측정하는 실험을 하고 있습니다.   Endothelial cell가 mono-layer를 형성하는 것을 보고자 membrane을 staining하여 형광 현미경으로 관찰하려고 합니다.   논문들을 찾아보니 아래와 같은 제품들을 사용하는 것 같은데   1. Dil Stain (1,1'-Dioctadecyl-3,3,3',3'-Tetramethylindocarbocyanine Perchlorate ('DiI'; DiIC18(3))) (cat# D3911)   2. CellBriteTM Orange Cytoplasmic Membrane (cat# 30022)   3. CellMask™ Plasma Membrane Stains (cat#C10046)   위의 제품들이 자주 사용하는 것들인지 혹은 endothelial cell의 membrane을 염색하고자 할때 사용하기 좋은 다른 제품들이 있는지 고수님들께 여쭤보고자 합니다.   제가 실험실을 혼자 셋업 중에 있어서 주변 선배들이 없는 실정이라 물어볼 곳이 많이 없다보니 여기서 고수님들의 고견을 듣고 도움을 받아보고 싶습니다 ㅠㅠ   잘 부탁드리겠습니다!

현재 학부생이고 유전공학을 공부하고있습니다. 어떤 책에서는 인트론과 스플라이싱은 진핵생물에서 일어나고 원핵생물과 세균에서는 일어나지 않는다 되어있는데 어떤 책에서는 원핵생물 및 세균 에서도 제한적으로 일어난다고 되어있습니다. 뭐가 맞는 걸까요?

연구소 보안상 모든내용은 사실여부와 무관할수 있으며 자세한 내용에 대해서 말하지 못할수도 있습니다. 안녕하세요 어느 연구소 인턴으로 근무중인 사회인(?)입니다. 다름아닌 학문적으로 호기심이 생겨 질문을하려고 하는데, CO2 incubator를 청소에 관한 내용이며 녹이 쓸어 에메랄드 색 내부 의 상태의 incubator 였습니다. 근데 청소 세척을 하는중 에탄올로 청소하면 mycoplasma는 에탄올로 제거가 안된다는 말이 있어 물로 세척도 필요하단 이야기가 있습니다. 그래서 세척을 물로 하다 우연히 구리받침대(incubator 내부 층을 분리하는 판대기)를 세척중 세제(일반세제?)에 닦은 부분이 광택이 나면서 엄청나게 깨끗한게 된겁니다..... 너무 깨끗해서 전후 차이가 너무 심한것 입니다. 그래서 티안나게 전부 닦았는데 녹슨 부위까지 모두 닦인것 입니다(힘들었지만 닦이긴하네요). 요점은 세제로 닦아도 되는것 이냐? 입니다! 알류미늄의 산화 피막이라고 아시죠? 그것처럼 구리도 산화피막 있어서 제가 그걸 몽땅 닦아버린게 아닌가? 그런 의문이 생겨 걱정됩니다. 깨끗한건 좋은데 이렇게 해도 될까.. 생각이 들었어요. 그리고 2번째는 왜 incubator 내부는 구리인가? 입니다. 많은 금속들중 굳이 구리를 쓰는 특별한 기능이나 특징이 있는지 궁금해졌습니다. CO2가 배지에 NaHCO3에 중화시키는것처럼 뭔가 화학 반응이 있나? 의문도 가졌지만 여기 분야는 공부를 해본적이 없어서 알아볼 방법이 난감합니다. 3번째는 구리판에 얼룩입니다! 당연히 웬만한 금속 재질 기구는 시간이 지나면 변색되고 이물질이 묻어나서 생기는게 정상이지만 이 얼룩이 매번 에탄올로 세척을하는데도 안지워졌던 얼룩입니다. 그리고 물로도 잘 안닦이는데 이상하게 세제묻은 수세미에 잘 닦여나간거에 얼룩의 정체가 궁금합니다! 정말 궁금하지 않나요? 그 위에 배양액을 쏟는일은 거의 없습니다. 그리고 모든 부위가 생긴 어두운빛갈색 변색같은데 배양액으로 인한 것 같진 않단 말이죠! 그럼 도대체 누가 만든 걸까요? 씻고 마르면서 생긴 물때? 아니면 세척용 에탄올과 무언가 화학반응으로 만들어진 부산물? 아니면 진짜 구리의 산화피막? 아니면 1차증류수나 수돗물같은 세척으로 미량의 무기물이온과 화학반응물? 혹 잔류세제에있는 글리세롤? 궁금해서 하루종일 머릿속이 구리뿐입니다! 도대체 무슨일이 일어났었던걸까요?

안녕하세요. 고려대학교에서 효능 관련 연구를 진행하고 있는 석사생입니다.   저는 류마티스성 관절염 관련하여, 연구를 진행하고 있습니다. in vitro 실험으로 1차적으로 RAW cell 에서 항염능을 확인한 후  추가 실험으로 cell application 사의 HFLS-RA 세포주를 구매하여, 항관절염 효능을 추가적으로 확인할 계획 중에 있었습니다.   1월 초 3개월 내 배송된다는 확답을 받고 cell application 사의 HFLS-RA 주문 완료하였고, 배송을 기다리던 도중, 갑작스럽게 지금부터 6개월 이상 소모되며, 정확한 납기일은 안내 불가하다는 연락을 이제서야 받았습니다. 과제일정에 맞추어 진행되어야하는 실험이라   Rheumatoid Arthritis Human fibroblast-like synoviocytes가 급하게 필요한 상황입니다. 제가 찾아본 바로는 국내에 배송가능한 업체 중 해당 cell을 판매하는 업체를 찾지 못하여 글 남깁니다.   혹시 해당 cell 구매경험이 있으신 분들은 업체 등 공유해주시면 큰 도움이 될 것 같습니다ㅠㅠ 혹시라도 해당 cell line을 보유하고 계신 분들 중 분양해주실 수 있는 분이 있으시면 답글 혹은 메일 주시면 연락드리겠습니다. 연락처 : okijukok@korea.ac.kr 긴글 읽어주셔서 감사합니다.

안녕하세요. hepa1-6에 lipid accumulation시키고 oil red O staining 시험 중인데 잘 안됩니다ㅠㅠ 그래서 여러 프로토콜을 찾아보고 있는데 60% isopropanol 5분 incubation 한 다음 dry하고, ORO 염색 후 용출시키기 전에도 dry하는 프로토콜이 있더라고요. 왜 말리는지 알 수 있을까요? 말리면 염색이랑 용출이 더 잘 되나요?

실험 너무 오랜만에 해서 노르말과 퍼센트 농도를 까먹었습니다... 0.5%NaOH 300ml을 넣어야하는데 현재 제가 1N NaOH를 가지고 있습니다. 이걸 그대로 300ml 넣으면 되는거 맞을까요?

  현재 RBL-2H3 세포를 이용하여 Hexosaminidase 실험중입니다. 24-well plate에 적절한 농도로 seeding하여 20시간 배양한 뒤 sample 1시간 전처리 후 IgE를 처리하여 또 20시간 정도 배양하는데요 이 때 sample 처리 전에 세포가 떨어질까 wash 단계는 생략하였고, 샘플 처리 전 후 모두 세포가 잘 붙어 있었는데 전처리 1시간 뒤에 IgE를 처리하기 위해 세포를 꺼내서 현미경으로 보면 배지 교체만 해준 control군 중에 몇 well은 잘 붙어있는데 몇 개의 well은 또 떨어져 있더라구요. 오히려 샘플을 처리한 well에는 또 모두 세포가 잘 붙어있는 걸로 보아 샘플의 독성 때문은 아닌 것 같고, 단지 핸들링 문제인 것 같습니다. 여기서 제가 생각해 본 트러블슈팅은 1. Media suction : 1 ml 팁 끝에 10 ul 팁을 꽂아 석션, 석션 후에 세포 상태를 보았을 때 문제 없었음    2. 배지 교체 시 분주의 세기: 샘플은 벽면에 분주함, 분주 직후 incubation 하기 전에 현미경으로 보았을 때 잘 붙어있었음  이렇습니다. 1, 2번 모두 저의 생각은 이러한데 제가 잡지 못한 문제가 있을까요? 모든 well에서 세포가 떨어지면 plate 코팅 문제이지는 않을까 생각 해보겠는데, 세포가 너무 불균일하게 떨어져서요 plate는 corning (#3526) 사용중입니다.  조언 부탁드립니다.   

안녕하세요.  nanoparticle을 만들고 동결건조 시킨 후 powder 상태로 챔버에 보관중입니다. 동결건조 시키기 전 물에 분산된 상태로 DLS(dynamic light scattering)  입자 크기를 측정하였을때보다, 동결건조 시킨 후의 입자 크기가 거의 2배 증가 합니다. 이유가 뭘까요 ? ㅜ ㅜ

안녕하세요. 현재 학부생입니다. 몇가지 질문이 있어 이렇게 질문은 남깁니다.   1. 20U/ul 제한효소를 1U/ul로 희석하려면 그냥 19ul buffer+1ul 제한효소 넣으면 1U/ul로 희석되는 게 맞나요?   2.프로메가 사 BamH1 제한효소 구경 중에 storage 버퍼가 있던데 이게 어디쓰는 건가요? 이걸로 효소를 희석하는 게 맞나요?   부탁드립니다.

하이드로겔 같은 재료는 media에 둥둥 뜨던데 이런 재료는 보통 cell test 할 때 어떻게 하나요? 의료용 접착제 같은 것으로 바닥에 고정시키나요?ㅠㅠ

안녕하세요. 이번에 쿠마시 블루로 염색시킨 겔을 사진 찍고 싶습니다.  사진을 찍으려고 보니 흰 판에다가 찍어야하는데 그냥 아크릴판에다 찍으면 되는지 궁금하네요 ㅜㅜ 사진 처럼 저런제품도 구매해볼까 생각하고 있는데 명칭이 뭔지 모르겠어요.. 혹시 이름이랑 판매처 아시는분 계실까요?ㅜ

mouse의 피부조직을 채취하여 염색을 하려고 하는데요, 피부조직을 자르면 돌돌 말려지는데  어떻게 펼쳐서 고정액에 담가 고정시키시는 지 궁금합니다. 

졸업 논문을 써야 할 시기가 다가옴에 따라 제 실험을 하나 해서 졸논을 써보고 싶어 준비중에 있습니다. 다양안 메탈 옥사이드 나노 입자를 합성해서 해당 입자들의 항균 능력과 농도를 비교 분석해보고 싶은데, 메탈 옥사이드 나노 입자 합성법을 찾을 방도가 막막하네요. 논문도 찾아보고 있는데, 어떤 키워드를 이용해서 찾아야 할지를 모르겠어서 혹시나 논문 찾을때 제가 원하는 논문을 찾을 수 있는 팁 좀 알려주시면 감사하겠습니다.

안녕하세요 RNA 추출 관련해서 궁금한 점이 있습니다. 먼저 RNA가 DNA보다 많이 안정성이 떨어져서 실험하는 과정도 주의하며 빨리 끝내야한다는 것은 알고 있는데   혹시 추출하고자 하는 식물체 잎을 미리 액체 질소로 분쇄하여 딥프리저에 보관 후  2주 정도 뒤에 분쇄해 둔 잎으로 RNA추출이 가능할까요?   불안하긴 한데 분쇄 후 생기는 loss 양이 있기에 샘플을 너무 버리는 것 같아서요.. 

RFP protein의 일부를 잘라내 subcloning하는 실험을 하고 있습니다.   Sal1, kpn1 제한효소 사용하여 forward primer, reverse primer를 디자인 해야 하는데 제가 맞게 했는지 잘 모르겠어서 질문 올립니다.   Forward primer(랜덤서열(5bp) + Sal1 제한효소 + DNA 서열(15bp)) 5' - GGTATGTCGACATGGCCTCCTCCGAG - 3'   Reverse primer(랜덤서열(5bp) + kpn1 제한효소 + DNA 서열(15bp)) 5' - TAAGAGGTACCGGCGCCGGTGGAGTG - 3'

안녕하세요. western blot 결과가 너무 왔다갔다해서 질문드립니다...ㅠ 거의 50퍼의 확률로 제대로나올때도있고 밴드가 휘어서 나올때도 있는데 도무지 원인을 모르겠습니다. SDS PAGE 까지는 항상 제대로 되기때문에 transfer 단계에서 뭔가 잘못되고 있는것같습니다....ㅠㅠ 현재 trasfer 실험 방법은 다음과 같습니다.  - sds page 할때 gel은 bio rad 사에서 만들어서 나오는 젤 사용, 러닝버퍼       도 시판 제품 사용  - 트렌스퍼 버퍼도 전부 10x로 파는 버퍼 1x로 희석해서 사용  - 트렌스퍼 버퍼는 전날 만들고 냉장고에 넣어둔 후 다음날 차갑게 사용  - 트렌스퍼 버퍼에 트레이에 부은 후 트렌스퍼 카세트에 얇은 스펀지 한장     적셔서 깔고 3M paper 3장 적셔서 깔고 전기영동된 gel(sds page 진행 후     트렌스퍼 버퍼에 담궈서 10분정도 씻어줌) 올리고 pvdf 멤브레인( 20분전     에 메탄올에 넣어서 10분간 활성화시켜주고 10분정도 트렌스퍼 버퍼에       워시해서 사용) 올리고 롤러로 기포빼줌, 그다음 적신 3M paper 3장 올리     고 적신 스펀지 한장 올린 후 살살 들어서 카세트 고정, 기기에 넣어주고       트렌스퍼 버퍼 끝까지 부어준후 100V 로 50분~1시간 트렌스퍼진행.(열       발생 최대한 막으려고 아이스로 기기 잔뜩 덮어주고 진행) - 성공했을 경우 밴드 경향 (원래 나와야하는 밴드 모양) - 실패했을 경우 나오는 밴드 경향 항상 위와 같은 방식으로 동일하게 진행하는데 어쩔때는 맨위의 사진처럼 밴드가 예쁘게나오고 어쩔때는 아래 사진들처럼 엉망으로 퍼져서 나옵니다.ㅠㅠㅠ 트렌스퍼 카세트가 헐거워져서 제대로 잡아주질 못해서 그런가?하고 카세트도 새로 구입해봤는데 여전히 성공비율 50%로 똑같고, 3M 종이 3장,3장 깔아주는게 너무 적나 싶어서 몇장씩 더깔아도 똑같습니다.  transfer 끝나고 검체부분은 안보여도 마커는 pvdf 멤브레인 상에 보이는데 마커가 일렬로 예쁘게 trasfer 되었어도 다음날 찍어보면 밴드가 엉망일때도 있고, 마커가 찌그러지고 엉망으로 나와도 다음날 찍어보면 밴드가 의외로 제대로 나올때도 있습니다. 뭐때문에 이러는지를 알아야 실험이 잡힐텐데 계속 이러니 버퍼도, 젤도 두배로 사용하고 실험시간도 두배로 걸려서 너무 힘드네요... 혹시 왜이러는지 아시는분있으실까요?

황화물계 고체전해질 연구중인데,  예를들어 원재료인 Li2S에서 Li이랑 S의 함량(wt%), 그외 나머지 불순물원소들(ppm)을 알고싶어서 ICP-OES 분석을 한다면 Li2S가 대기중에 노출되면 산화가 엄청 빠르게 진행되는 물질인데 그럼 시료 전처리 과정에서 원래라면 Li2S 중에서 Li랑 S 함량이 99.9% 이상이였는데 (불순물 0.1%) 산화되면서 99.9%보다 낮아질 수 있는건가요??   궁금합니다 ㅠㅠ  

Styrene에 core-shell 구조를 만들기 위해 acrylic acid를 이용하여 carboxylated styrene을 합성하고 있습니다.   그런데 합성을 마친 후에 solution (colloidal) 상태에서 washing을 하기 위해 원심분리기를 돌려도 hydrophilic해서 모이질 않는데 이런 경우에는 washing을 어떻게 진행해야 하나요 ???    

안녕하세요 저는 현재 셔틀벡터를 이용해서 E. coli와 환경균주에서 분리한 Pseuarthrobacter에 사용되는  pSVJ21 vector를 이용해서 cloning을 하고있습니다.   여기서 제가 관련된 유전자를 transformation 한 뒤에 insert 양쪽 50 bp 씩 떨어진 곳에 primer을 제작해서 size를 확인을 완료한 상태입니다. (아래 confirm 사진) 여기서 이상한게 액체에서 키우면  cell 상태가 좋지 못하고 plasmid도 unstable해 지는것 같습니다.   셔틀백터를 처음 다뤄서 그러는데 제가 알지못하는 이유가 있는걸까요?    

지금 MMS를 찍으면서 검량선을 만들고 있는데 Rep1~4 까지는 12분대에서 negative peak가 하나 있었는데 농도가 낮은(0.015625ppm) Rep5에서 negative peak가 정방향으로 역전 되서 나오네요. 전에 같은 농도의 다른 실험에서는 이런 일이 없었는데 갑자기 왜 그러는지 모르겠네요 ㅠㅠ