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웹진 Vol.24, No.10 (2022년 10월) 발간
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 카테고리: 전체 > Immunology > Immunocytochemistry
Mol. Biol.-DNA Mol. Biol.-RNA Mol. Biol.-Protein Immunology
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Q. Immunogold labeling 가능한곳 없나요?
국내에 Immunogold/TEM 해주는곳 없을까요?필요한데 대행서비스 해주는곳은 없는거 같고 어떻게 해야할지 모르겠네요.
김지혜  |  2015.07.07
Q. 웨스턴에서는 발현되고 ICC로는 안잡히는 이유가 뭘까요
실험을 하다가 이상한 현상때문에 진전을 못보이고 있는 대학원생입니다...한유전자에 myc을 붙였습니다. size는 약 1.9kb  이구요 클로닝을 해서 발현확인을 위해 웨스턴을 했고 myc을 붙여 확인이 된후,neuron cell에 넣고 ICC를 진행했는데.. 하나도 안보입니다 GFP랑 co-transfection을 해서 transfection 효율은 좋은데 보통 거의 co-transfection 하면 한셀에 같이 들어가는데 이건 눈씻고 봐도 없네요.하나가 있을까 말까??항체가 이상한가 싶어서 다른 myc이 붙은 유전자들이랑 HEKcell에서 발현시켜봤는데 그건다 염색이되더라고요.. 신기하게도다른것들은 신경세포에서 염색되는거 확인햇구요.. 같은일차항체..같은 이차항체..지금 문제가 신경세포에서만 있는것 같은데...머가 문제일까요........................ 양을 높여도 진전이 없는것 같아요도움주세요
궁금이  |  2015.06.18
Q. ICC (immunocytochemistry) 에 사용하는 antibody들 재사용 가능한가요?
이번에 ICC할 때 1차, 2차 안티바디를 사용한 후 재사용하려고 하는데,별다른 문제점이 발생하지 않은지 걱정되서 여쭤봅니다.그리고 confocal이 아닌 일반 형광현미경(?)으로 촬영해서 그런지 시그날이 약해서 색이 백그라운드에 비해 너무 약하게 나오더라구요..백그라운드도 굉장히 강하게 나오구여..실험조건은 다음과 같습니다.- Fixation: 3% formalin (30% formalin 10배 희석) for 20 min- Heat Cells in Antigen Retrieval Buffer: 생략- Permeabilization: 0.1% Triton X-100 for 10 min- Blocking: 10% normal goat serum in 3% BSA/PBS-T (0.1% tween 20 for 1 h- Primary antibody: Cytokeratin 3+12 (anti-mouse), 1:50 dilution in 3% BSA/PBS-T for overnight- Secondary antibody: Goat anti-mouse alexa 488, 1:100 dilution in 3% BSA/PBS-T for 2 h- DAPI stain: 1 ug/ml, for 10 min그래서 안티바디 인큐베이션 시간을 늘리고 워싱 시간횟수를 늘리려고 하는데.. 어떻게 하는게 좋을까요???
회원작성글 초원잉  |  2015.06.03
Q. EL4 T cell activation 시킬때
너무 초보라 사소한 것도 잘 모르겠어요EL4  T cell proliferation 하려고 하는데activation 시킬때 PMA/io 농도는 얼만큼 해야하는지 궁금합니다
아일린  |  2015.06.03
Q. ICC 중 secondary antibody 및 DAPI 염색 후, 형광현미경 관찰할 때 까지 시간
ICC 중 secondary antibody 및  DAPI 염색 후, 형광현미경 관찰할 때 까지 시간은 언제까지 가능한가요? 예를들어 오늘 secondary antibody와  DAPI 염색 후 봉입하고 봉입제를 overnight 건조시킬 예정인데 형광 시그널이 사라지지 않을까 걱정되요..물론 슬라이드를 알루미늄호일에 싸서 -20도 냉동고에 보관하긴 할테지만 처음해보는 실험이라 잘 몰라서 여쭤봅니다..
초원잉  |  2015.05.31
Q. 도와주세요 brain h&e staining
존경하는 선생님분들..brain h&e cyosection (30 마이크로) 로 하여 슬라이드 붙이고 h&e staining할때 다 떨어져나갑니다.문제는 d.w 인데요 여기에 워싱해서 넣으면 다 떨어집니다. 물론 슬라이드 코팅된걸 씁니다. 아무리 좋은 슬라이드라도 다 떨어져나가네요... 제발 부탁드립니다 방법이없을까요 스트레스 너무 심하게 받고있습니다. 쭈글쭈글해진다거나 그렇습니다.
초보  |  2015.03.27
Q. daoy cell을 CD133항체로 염색해보신분 있으신가요
논문에서는 Daoy, MED8A, D283, LN18 cell line에서  CD133이 염색이 된다고 하는데.왜 제가 하면 안나올까요. ㅠㅠ항체는 miltenyl꺼 사용하고, 사용농도도 serial 하게 해봤지만 안나오네요 혹시 이런 경험 있으신분 계신가요.해결방법 아시는 분 계시면 도와주시면 감사하겠습니다.
hippy  |  2015.03.17
Q. IHC 과정 중 마르면 안되는 이유가 뭔가요?
blocking 과정 들어가서부터는  tissue가 마르면 안된다고 하는데그 이유가 뭔지 알고 싶습니다  검색을 해봐도 딱히 답을 찾을 수가 없네요근데 제가 슬라이드 여러개를 가지고 하다보면 중간 중간 많이 마르는 경우가발생하는데  상당히 많이 말랐어도 (조직이 허옇게..)  정작 결과를 보면 딱히이상한 점을 찾지 못하였습니다.  이상한데 제가 느끼지 못한 것일까요?
땡땡이  |  2015.03.11
Q. IHC 실험에 사용할 2차 안티바디 문의 드립니다.
prediluted HRP-polymer conjugated anti-rabbit IgG 가 필요한데 없어서HRP conjugated anti-rabbit IgG를 사용해도 상관이 없나요??
초보연구원  |  2015.03.06
프로토콜 Immunostaining에 관한 노하우를 나누어 주세요~~~
연구자의 목적이나 연구 소재에 따라서 여러가지 방법으로 진행되는 Immunostaining 실험 기법에 대하여, 조직이나 세포 종류에 따른 실험 방법, 실험시 유의점, 관련 실험제품, 참고자료 등등Immunostaining 시 필요한 정보들을 공유해 주세요.제안자  salight  (2015.03.04) (본 자료는 예전 실험Talk에서 이관되었습니다.) [기본원리]안녕하세요. 서린바이오사이언스입니다. Immunostaining 중 Immunohistochemistry (IHC) 관련된 실험기본 원리와 과정에 대해 도움이 되실 자료 공유합니다.^^ 하기 링크에서 첨부파일 다운 받으실 수 있습니다. http://www.seoulin.co.kr/shop/board/view.php?id=TechnicalDocument&no=202문의사항이 있으시다면 서린바이오사이언스로 연락 주시기 바랍니다. 대표번호: 1670-5911 (주)서린바이오사이언스 (2015-12-29 15:49) [기본원리]ImmunofluorescenceCell이나 tissue 내의 target protein을 detection하는 대표적인 방법으로 Immunohistochemistry(IHC)와 Immunofluorescence(IF)를 꼽을 수 있겠습니다. IF는 IHC의 한 방법으로써 enzyme을 사용하는 것이 아니라 fluorophore가 결합된 antibody를 사용하여 형광현미경 하에서 target protein의 위치를 detection하는 방법입니다. Fluorophore(형광 dye)는 특정 파장의 빛을 흡수하여 그 파장대에 따라 다른 색을 나타냅니다. 본 protocol에서는 Cell Signaling 사가 제공하는 IF 실험방법에 및 몇가지 정보에 대해 소개하도록 하겠습니다. Immunofluorescence staining A. Solutions and Reagents 정제된 D.W로 solution을 준비한다. 10X Phosphate Buffered Saline (PBS): To prepare 1 L add 80 g sodium chloride (NaCl), 2 g potassium chloride (KCl), 14.4 g sodium phosphate, dibasic (Na2HPO4) and 2.4 g potassium phosphate, monobasic (KH2PO4) to 1 L dH2O. Adjust pH to 7.4. Formaldehyde, 16%, methanol free, Polysciences, Inc. (cat# 18814), use fresh, store opened vials at 4°C in dark, dilute in PBS for use. Xylene Ethanol, anhydrous denatured, histological grade, 100% and 95% Distilled water (dH2O) Blocking Buffer: To prepare 25 ml, add 2.5 ml 10X PBS, 1.25 ml normal serum from the same species as the secondary antibody (eg. normal goat serum, normal donkey serum) and 21.25 ml dH2O and mix well. While stirring, add 75 µL Triton X-100 (100%). Antibody Dilution Buffer: To prepare 40 ml, add 4 ml 10X PBS to 36 ml dH2O, mix. Add 0.4 g BSA and mix well. While stirring, add 120 µL Triton X-100 (100%). 10 mM Sodium Citrate Buffer: To prepare 1 L, add 2.94 g sodium citrate trisodium salt dihydrate (C6H5Na3O7•2H2O) to 1 L dH2O. Adjust pH to 6.0. 1X PBS, high salt (0.4M) (high salt PBS): To prepare 1L, add 100 ml 10X PBS to 900 ml dH2O. Add 23.38 g NaCl and mix. Fluorochrome-conjugated secondary antibody NOTE: primary 또는 fluorochrome-conjugated secondary antibody를 처음 사용할 때는, 최소의 background를 갖는 최대의 signal을 나타내기 위한 dilution을 결정하기 위해 ritration을 해보는 것이 좋다. Prolong® Gold Antifade Reagent (Invitrogen, Eugene, OR, Cat# P36930) B. Specimen Preparation I. Cultured Cell Lines (IF-IC) PBS로 cell을 가볍게 washing 한다. PBS를 버리고, 2~4% formaldehyde가 포함된 PBS로 cell을 덮을 수 있을 만큼 2~3mm 정도 넣는다. NOTE: Formaldehyde는 toxic 하므로, hood에서 작업하도록 한다. Cell을 RT에서 15 min 동안 fix 시킨다. 고정액을 버리고, PBS로 5 min 간 3번 washing 한다. Methanol Permeabilization Step (if required, please refer to front page): formaldehyde fixation 후, cell을 차가운 100% methanol로 충분히 잠길만큼 덮는다. Cell을 마르게 해서는 절대 안된다. 다음, cell을 –20°C에서 10 min 동안 incubation 한다. PBS로 5 min 간 washing 한다. Immunostaining section C를 수행한다. II. Paraffin Sections (IF-P) Deparaffinization/Rehydration: xylene으로 5 min 씩 3번, section을 incubation 한다. 100% ethanol으로 10 min 씩 2번, section을 incubation 한다. 95% ethanol으로 10 min 씩 2번, section을 incubation 한다. D.W로 5 min 씩 2번, section을 washing 한다. Antigen Unmasking: Slide를 RT에서 10mM sodium citrate buffer (pH 6.0)에 담근다. water bath나 microwave를 이용하여 sodium citrate buffer에 담긴 slide를 끓인다. 그리고 95~99°C에서 10 min 동안 둔다. Slide를 30 min 동안 식힌다. D.W로 5 min 씩 3번, section을 washing 한다. PBS로 5 min 동안 section을 washing 한다. Immunostaining section C를 수행한다. III. Frozen/Cryostat Sections (IF-F) 2~4% formaldehyde가 포함된 PBS로 section을 덮는다. NOTE: Formaldehyde는 toxic 하므로, hood에서 작업하도록 한다. RT에서 15 min 동안 section을 고정시킨다. PBS로 5 min 씩 3번, slide를 washing 한다. C. Immunostaining NOTE: 다른 공지가 없는 한 이어지는 모든 incubation 단계는 RT에서 수행된다. Slide를 Blocking Buffer로 60 min 동안 blocking 한다. Blocking 동안, datasheet에 명시된 대로 primary antibody를 준비한다. blocking solution을 버리고, 준비한 primary antibody를 처리한다. 4°C, overnight으로 incubation 한다. PBS로 5 min 씩 3번, washing 한다. OPTION: background staining을 줄이려면, 2번째 PBS washing 이후 high salt PBS로 2 min 동안 washing 한다. NOTE: 만약 Alexa Fluor® fluorochrome이 직접 conjugation 된 primary antibody를 사용한다면, step 8로 넘어가도록 한다. 어두운 RT에서 1~2 h 동안 fluorochrome이 conjugation 된 secondary antibody로 slide를 incubation 한다. PBS로 5 min 씩 3번, washing 한다. OPTION: background staining을 줄이려면, 2번째 PBS washing 이후 high salt PBS로 2 min 동안 washing 한다. Slide를 Prolong Gold Antifade Reagent로 coverslip 한다. 최고의 결과를 원한다면 적절한 파장에서 즉시 표본을 관찰한다. 장기간 보관할 경우에는 slide를 4°C, 빛이 통하지 않게 보관한다. 프리드만 (2015-05-29 08:48) [나만의 노하우]1. 그룹간 발현 차이를 보고싶은데 두 그룹 모두에서 발현되는 항원일 경우 희석을 많이 해서 base 발색을 확 낮추면 관찰이 용이합니다. 2. 같은 실험을 반복하는데도 발색력이 다를 경우 항원 복원 시약 재사용을 하지 않으면, 재현성을 높일 수 있습니다. 3. 배경염색이 심할 경우 아예 detection kit을 바꾸거나 1차 항체를 바꾸시는게 더 빠릅니다. 조건 잡는 시간이 더 걸립니다. 4. Wash 효과는 버퍼에 담가만 놓아도 됩니다. 10분 정도 충분한 wash buffer에 슬라이드 두시면 됩니다. 단 시약이 바뀔때마다 버려주세요. 5. 배경염색이 심할 경우 detection, 항체 바꿔도 해결되지 않을 때 wash buffer의 salt 양을 2배 정도 늘려서 사용해 보시면 줄어듭니다. 6. Pap pen은 tween 20이 들어간 buffer에 담갔던 슬라이드에 사용 시 조직 위로 기름때처럼 번짐의 우려가 있습니다. 반드시 슬라이드는 DW또는 tap water상태에서 물기 제거 후 테두리를 그리고, 원 보다는 사각형 모양으로 그려주세요. 항체가 가운데로 모이는 현상 (가운데만 진하게 염색이 됨)이 거의 없어집니다. pen 보관은 촉 부분이 위로 가도록 세워서 보관, 사용 시 잘 안나올 경우 티슈에 콕콕 (꾹~~~아닙니다)찍어서 펜 촉 부분이 젖을 정도로만 나오게 해서 사용하시면 조직에 pen 성분이 덮여 염색이 안되는 현상을 막아 슬라이드를 안전하게 보호 (?) 할 수 있습니다. 7. ABC, LSAB법 보다는 polymer가 (GBI 추천) 좋으나 분자량이 커서 슬라이드 주변에 붙어 배경염색의 원인이 되기도 합니다. wash buffer에 10분 씩 2번 이상 담가두시면 제거됩니다. 8. 모든 면역염색은 코팅이 잘 되고, 잘 부착된 조직이어야 잘 됩니다. 고품질의 코팅 슬라이드와 충분한 dry를 거친 슬라이드로 염색하시면 조직 손상 없이 이쁜 그림 만들 수 있습니다. 9. Hematoxylin Mayer's는 TBST에 담가두시면 또는 뜨거운 물에 담가두시면 보라색에서 파란색으로 변합니다. 10. 영구적 봉입제 사용 시  무수에탄올 사용하지 않으면 기름 방울이 동동 뜹니다. 반드시 무수에탄올 (실험 종료 후 탈수 과정 시 바로 넣어도 괜찮음) 2번 이상 (각기 다른 용기에 담궈진) 처리를 한 후 자일렌에 2번 이상 deeping 후 덮으면 됩니다. 영구 봉입제 안에 xylene 성분이 들어가 있어 굳기 쉽습니다. Mouting medium이 너무 찐득거릴 경우 xylene을 부어 천천히 녹여 묽게 타서 쓰시면 오래 쓸 수 있습니다. 신재옥 (2015-04-10 14:03) [나만의 노하우]Target protein이 Neurotransmitter와 같은 경우 때에 따라서는 protease K를 오히려 사용하지 말아야 될 경우가 있습니다. 조직에서 단백질이 깨져버려 오히려 IHC에서 나오지 않습니다. 기생충 (2015-03-29 23:04) [관련자료 링크]Human Protein Atlas라는 세계적인 단백질 연구그룹에서 인간 단백질에 대한 15,000 종 이상의 IHC에 특화된 항체를 개발하였고 각 항체당 700여장의 IHC 이미지를 제공하고 있습니다.연구하고자 하는 단백질을 검색하면 간단한 유전/단백질 정보와 함께 정상조직 및 다양한 암조직/ 암세포 등에 대한 IHC 결과를 확인하실 수 있습니다.DATA 열람은 무료이며 www.proteinatlas.org , 항체가 필요하시면 아시아 대리점인 앱클론(주) www.abclon.com 에 문의하시면 구매가 가능합니다. jdmam (2015-03-20 10:46) [나만의 노하우]membrain protein, 즉 예를 들면 channel protein 보실때triton을 보통 0.3% 쓰신다면, 0.1%로 줄여서 써주셔야..염색이 잘 된답니다~ 뽀또 (2015-03-05 14:40) [나만의 노하우]Triton은 cell에 구멍을 뚫어줍니다. 항체가 이동할 수 있는 통로를 만들어 주는 것으로 너무 크게 뚫으면 cell이 손상되고 너무 작은면 항체가 이동하기 어렵습니다.Triton처리 시간과 농도가 성공의 키가 되는 노하우 입니다.엘피스님 글 발췌 BRIC (2015-03-04 10:54) [나만의 노하우]세포가 약간 다른 것으로 오염이 되면 그런 백그라운드가 생길 가능성이 있습니다. 세포가 우선 깨끗한지 부터 확인해 보세요.그리고 fixation하기 전에 washing을 충분히 해주는 것도 한가지 방법입니다.아이피님 글 발췌 BRIC (2015-03-04 10:53) [관련자료 링크]Antibody 를 이용한 Application 에 대한 Technical Tip 을 확인하실 수 있습니다. 실험 시 참고할 수 있는 Technical Tip, 궁금하신가요? Antibody Application별 전문 담당자의 Technical Tip을 참고하세요. TABLE OF CONTENTS 자세히보기 -> DOWNLOAD Antibody Center (2015-12-30 10:58)
salight  |  2015.03.04
Q. 동결절편 후 IHC 진행 시 조직이 자꾸 떨어져 나가네요
안녕하세요돼지 껍데기 피부조직을 포르말린 및 sucorse를 거쳐 약 -30도씨에서 10um 두께로 동결절편하고, silane 코팅되어있는 슬라이드 글라스에 온도차를 이용해 붙였습니다.deep freezer에 하루정도 보관하고 있다가 꺼내어 실험에 사용하는데슬라이드에 PBS 만 올려놔도 덜렁덜렁 하고 금방 떨어져 나가네요(OCT를 제거하는 과정은 따로 거치지 않았습니다)최대한 젠틀하게 하는데에도 단계가 반복될 수록 머 여지 없습니다;;antibody retrevial 단계, 즉 citric acid에서 끓이는 과정에서는 조직이 둥둥 떠다니고 난리도 아니죠;;동결절편을 이용한 IHC가 처음이라 당황스럽네요;;파라핀을 이용하여 할 때에는 이런일이 없었는데..물론 돼지 피부라는 조직 자체도 처음이긴 합니다만;;이런 경우 무엇이 문제이고, 어떤 해결 방법이 있을지..많은 의견 부탁드립니다...
회원작성글 진정한야인  |  2015.02.26
Q. confocal microscopy 찍을 때 mounting 하는 이유
제목 그대로 mounting을 하는 이유가 정확히 뭔가요..찾아봐도 알 수가 없네요...
회원작성글 cjsflak  |  2015.02.03
Q. mounting에 관하여 질문드립니다.
confocal을 찍으려고 하는데요몇 가지 질문이 있어서 올려봅니다.1) chamberslide를 쓰고 있는데 mounting 하기 전 pbs washing을 할 때 완전히 마르게 한 후   mounting용액을 분주하는지 아님 덜 마른채로 해야하는지 궁금합니다. 제가 알기론 cell이   마르게 놨두면 안되는걸로 알고 있는데 mounting 하기 전후의 과정이 어떻게 되는지    궁금합니다. 그리고 굳이 투명 매니큐어로 가장자리를 칠 할 필요가 있나요..?   mounting용액 분주 후 coverglass를 덮으니 알아서 고정이 되길래..2) mounting 용액으로 permount를 쓰고 있는데 유통기한이 지난지 2년이 다 되가네요   어디서 유통기한이 지난 걸 쓰면 해상도가 안 좋을꺼라고 하던데 맞나요?3) mounting을 하는 이유가 형광물질의 anti-fade를 막기 위해서라고 들었는데 맞는지
회원작성글 cjsflak  |  2015.01.29
Q. ICC ( Immunocytochemistry ) 하는 방법!
안녕하세요 제가 ICC 를 처음 진행하게 되었는데..혹시 선생님들이 하고 계시는 방법들을 알수가 있을까해서 질문올립니다.^^여기저기 프로토콜을 찾아보고 했지만.. 시약사 프로토콜 보다는 선생님들께서 직접 하시는 방법을 알고, 제 실험에 맞게 수정하는 방식이 더 나은 것 같아서.. 질문 올립니다. 도와주신다면 정말 감사하는 마음으로 실험 진행하겠습니다,,
J. B  |  2015.01.15
Q. immunocytochemistry - microtubule staining 문제..ㅠㅠ
안녕하세요.. bric에서 평소 많은 도움을 얻고있는 대학원생입니다^^직접 질문 올리는건 처음인데..  많은 조언 부탁드려요!!저는 현재 cancer cell (glioblastoma cell)에서 특정 gene의 영향을 알아보는 실험을 진행중입니다.. 이 gene이 knockdown될 경우 cell의 morphology 및 invasion에 변화가 생기는 것을 확인하였구요,  immunocytochemistry를 진행하여 cell의 actin 구조에도 변화가 생기는 것을 확인하였습니다. 이러한 actin의 변화가 microtubule의 변화에 의한 것이라 생각해서 immunocytochemistry로 microtubule 역시 staining하여 확인해보려 하고 있는데요..alpha tubulin antibody를 이용하여 staining을 하였는데 (1:300)아래 보시는 것처럼 잘 관찰이 되지 않습니다;;;               위의 이미지는 ZEISS LSM700 Confocal 현미경을 이용해서 water immersion, 400배로 촬영한 것입니다. 더 고배율인 렌즈, oil immersion으로도 촬영해봤는데 결과는 마찬가지라.. 장비의 문제는 아닌 것 같다고 생각하고 있습니다. 아무래도 실험 과정에 문제가 있는 것 같아 아래에 제가 실험 진행한 protocol을 정리해보았습니다.(actin과 co-staining을 해야하기에 4% PFA로 fixation하였구요.. methanol로 하면 actin staining이 잘 안되더라구요..)1) 1XPBS washing, 3times, RT2) Fixation - 4% PFA, 5min, RT3) 0.1% PBST(1XPBS + Triton X-100) sol. , washing, 3times, RT4) Blocking (2% BSA + normal goat serum) 1hour5) 1'Ab in antibody buffer(1X PBS 27ml + normal goat serum 250μl, BSA 30mg, 3% Triton-X 100(1XPBS에 희석) 3ml), 4℃, overnight[Anti-alpha Tubulin antibody (abcam-ab18251) 1:300] [Alexa Fluor® 488 phalloidin (invitrogen-A12379) 1:300]6) 0.1% PBST(1XPBS + Triton X-100) sol. , washing, 3times, RT7) 2' Ab in 2% BSA + normal goat serum, Alexa 594-rabbit, 1:300, 1hour, RT8) 0.1% PBST(1XPBS + Triton X-100) sol. , washing, 3times, RT9) DAPI staining in 0.1% PBST sol., 1:1000, 5min, RT10) 0.1% PBST(1XPBS + Triton X-100) sol. , washing, 3times, RT11) 3'DW, washing, RT12) Mounting어느 부분이 문제인걸까요...ㅠㅠ antibody 비율도 바꿔봤다가 fixation 시간도 조절해봤다가;; 제가 생각하기에 고칠만한 부분은 이것저것 해보긴 했는데 결과는 다 마찬가지네요..ㅠㅠ경험 많으신 선배님들 조언 부탁드립니다..
냠  |  2015.01.06
Q. 형광 conjugated cargo에 대해 잘몰라서 문의드려요
형광 conjugated cargo에 대해 잘몰라서 문의드려요peptide (고분자, 저분자, 캡슐화 등 다양한 cargo)가 동물세포내로 침투했는지를 확인하고 싶은데요.물론 peptide가 고분자일 경우와 캡슐화되어 있는 경우에는형광이 붙기가 힘들것이고, 붙더라도 peptide의 크기때문에 세포내로 침투하기가 힘들거라 예상은 듭니다.하지만 이러한 경우를 감안하고서도 특성이 다양한 peptide (cargo)에 형광프로브나 biotin? 같은 것을 붙여서현미경으로 확인이 가능한 시약이나 kit 등이 있을까요?만약 없다면 특정 peptide는 특별하게 제작해서 형광프로브 등이 붙기 쉽게 변형해야만 가능한 것인지도 궁금합니다.포괄적인 질문이긴하나 이쪽 분야에 대해 잘 몰라서 질문 드립니다.
궁금한자  |  2014.12.29
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