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수지상세포 항암면역치료의 최신 연구동향
수지상세포 항암면역치료의 최신 연구동향 저자 정의경 (부산대학교 분자생물학과)
등록일 2017.09.05
자료번호 BRIC VIEW 2017-T32
조회 1149  인쇄하기 주소복사 트위터 공유 페이스북 공유 
요약문
수지상세포(dendritic cell, DC)는 면역계의 가장 핵심적인 항원제시세포로서 내재면역반응과 적응면역반응을 모두 유도할 수 있다. 또한 DC는 면역 반응의 개시와 감시에 중심적인 역할을 하므로 DC 암백신은 항암 면역 반응 활성화를 통해 종양을 효과적으로 제거할 수 있는 이상적인 치료제로 여겨지고 있다. DC 암백신의 안전성은 이미 많은 임상 연구를 통해 확인되었다. 본 동향리포트에서는 DC 암백신의 배경 지식을 살펴보고, 앞으로 핵심기술로 자리잡기 위한 연구개발 전략과 국내외 개발현황 및 연구동향을 살펴보고자 한다.
키워드: 수지상세포 암백신, 면역세포 치료제, 종양미세환경, 면역 관문, 병용요법
분야: Immunology, Cell_Biology
목차

1. 서론
2. 본론
  2.1 수지상세포의 분화 단계 및 분류
  2.2 수지상세포를 이용한 항암면역치료
    2.2.1 체외 배양 수지상세포
    2.2.2 수지상세포의 성숙과 성숙 자극
    2.2.3 종양 항원 탑재
    2.2.4 수지상세포 투여 경로 및 이동
    2.2.5 체내 수지상세포 표적화 기술
  2.3 수지상세포 백신의 나아갈 길
    2.3.1 병용요법
    2.3.2 종양미세환경에 의한 면역억제 극복
 2.4 국내외 수지상세포 암백신 개발동향
    2.4.1 체외 배양 수지상세포 암백신
    2.4.2 체내 수지상세포 표적화
3. 결론
4. 참고문헌


1. 서론

수지상세포(dendritic cell, DC)는 내재면역반응(innate immune response)과 적응면역반응(adaptive immune response)을 모두 유도할 수 있는 면역계의 가장 핵심적인 전문 항원제시세포(antigen-presenting cell, APC)로서 항원을 접한 적이 없는 naive 및 기억면역반응을 활성화할 수 있다. 이러한 이유로 “Nature's adjuvant”로 여겨진다. DC는 미성숙 상태에서 감시병과 같은 역할을 하여 항원을 찾으러 끊임없이 순찰한다. 일반적으로 APC가 항원을 섭취하면, 외인성 항원은 주로 major histocompatibility complex (MHC) class II complex를 통해 제시하고(CD4+ T 세포 활성화) 내인성 항원은 MHC class I을 통해 제시한다(CD8+ T 세포 활성화). 그러나, DC는 외인성 항원을 MHC class II 뿐만 아니라 MHC class I을 통해 교차제시(cross presentation)할 수 있는 특별한 능력이 있다. 따라서, DC는 보다 효과적으로 CD4+와 CD8+ T 세포를 활성화할 수 있다[1].

항원을 획득한 후 성숙과정을 거친 DC는 림프기관으로 이동하여 naïve T 세포에게 항원을 제시한다. T 세포의 활성에는 APC의 항원 제시뿐만 아니라 APC 표면에 발현된 보조자극 인자(costimulatory molecule; CD80, CD86, CD40 등)와 염증촉진 cytokine의 자극도 필요하다. 완전히 성숙한 DC는 이러한 신호를 통해 CD4+ T 세포가 T helper 1 (Th1) 세포로 분화되도록 유도하고 CD8+ T 세포(cytolytic T lymphocyte) 또한 활성화한다. 그러나 APC의 보조자극 인자 및 염증촉진 cytokine 자극이 없거나 면역억제 cytokine 자극을 받으면 CD4+ T 세포는 Th2 세포나 조절 T 세포(regulatory T cell, Treg)로 분화된다[2].

종양 및 종양미세환경(tumor microenvironment, TME)은 직접적으로 DC의 기능장애를 유도하거나 종양 항원을 감추고 면역억제 cytokine을 다량 분비하여 항암면역 활성을 억제한다. 이러한 허들을 극복하기 위해 자가유래 DC에 항원을 탑재하고 보조자극인자의 발현 및 염증촉진 cytokine을 분비하도록 체외에서 훈련을 거친 DC 암백신을 다시 체내로 투여하여 항암 T 세포 활성을 자극하기 위한 연구가 이루어지고 있다. 다른 암백신과 비교하여 DC 암백신의 가장 큰 장점은 항원 특이적인 T 세포의 항암효과를 나타내는 관련 여러 면역기전을 통합하여 유도할 수 있다는 점이다[2].

DC 백신에 대한 연구는 1990년대부터 수행되어 최초의 임상연구는 1996년 Nature Medicine에 보고되었다[3]. 현재, 200건 이상의 임상연구가 암환자에서 진행되고 있으며, 다양한 세포배양법과 치료요법이 연구되고 있다. DC 암백신의 안전성은 이미 많은 1, 2상 임상시험을 통해 잘 알려져 있다. DC 백신 처방 이후의 부작용은 주로 감기와 같은 증세, 열, 접종부위의 국소반응 등으로 경미하고 제한적이었다. 따라서, DC 백신은 안전하고 암환자 삶의 질을 유지시켜줄 것으로 기대된다.

본 동향리포트에서는 DC 암백신 분야에 있어서 최근 많이 발표되고 있는 논문들을 종합하여 관련 연구에 대한 배경 지식과 함께 앞으로 핵심기술로 자기잡기 위한 연구개발 전략을 살펴보고 국내외 DC 백신 개발현황 및 연구동향을 개괄적으로 살펴보고자 한다.

2. 본론

2.1 수지상세포의 분화 단계 및 분류

DC는 골수의 전구세포로부터 기원하여 다양한 세포로 분화된다. DC와 monocyte는 monocyte and DC progenitor (MDP)라는 공통된 전구세포로부터 기원한다. 골수에서 MDP는 monocyte와 committed DC progenitor (CDP)로 분화되고, 이어 CDP는 plasmacytoid DC (pDC) 혹은 pre-DC로 분화된다. pre-DC는 골수를 떠나 혈액을 통해 말초로 이동하여 2가지의 주요 conventional DC (cDC) subset으로 분화된다[4]. 사람의 cDC는 크게 CD1c (BDCA1)+ DC (mouse의 CD11b+ DC)와 CD141 (BDCA3)+ DC (mouse의 CD8α+/CD103+ DC)의 2가지로 분류된다.

DC를 규명하기 위한 marker는 아직 명확하지 않지만 lineage marker (Lin; CD3, CD19, CD14, CD20, CD56, glycophorin A)는 음성이고 MHC class II는 양성인 것을 확인한 후 여러 세포표면인자의 조합을 통해서 분석한다. 혈액과 림프 조직에 존재하는 대표적인 DC는 2가지 cDC와 pDC로, 이러한 3가지 DC subset은 국소 분포, 표현형, 항원 처리과정의 활성, 특정 병원균에 대한 면역반응에 차이가 있다. 즉, 각각의 subset은 면역반응 유도에 있어서 전문화된 기능을 가진다. cDC는 진균과 세균에 대한 면역 반응을 전문적으로 유도한다[5]. 혈액에는 CD141+ DC가 소수로 존재하는 반면에, CD1c+ DC가 우세하다. CD1c+ DC는 toll-like receptor (TLR) 1-8을 발현하고 자극이 주어지면 interleukin-12 (IL-12), tumor necrosis factor-α (TNFα), IL-8, IL-10을 분비하여 면역 활성을 조절한다. CD141+ DC는 TLR3와 8을 발현하고 자극에 따라 다량의 type I interferon (IFN), type III IFN, 또는 IL-29를 분비한다. 또한 CD141+ DC는 Clec9A (DC NK lectin group receptor-1)를 통해 괴사세포로부터 유래된 항원을 섭취하여 T 세포에 교차 제시함으로써 활성을 조절한다. CD1c+ DC와 CD141+ DC는 모두 CD4+와 CD8+ T 세포에 항원을 교차제시할 수 있지만, CD141+ DC가 보다 유능하다[6].

최근, cDC가 pDC와 상호협력하여 항암 반응 유도에 중요하게 작용하는 것으로 알려지고 있다. pDC는 LinMHC-II+CD303+CD304+로 확인한다. 다량의 TLR7과 9를 발현하며 바이러스 항원에 반응하여 type I IFN (IFN-α/β)을 다량 생성함으로써 바이러스 감염을 감지하고 조절하는데 중요한 역할을 한다. 또한 pDC는 NK 세포(natural killer cell)보다는 부족하지만 항원 제시 기능을 통해 종양파괴 활성을 나타낸다[7].

2.2 수지상세포를 이용한 항암면역치료

현재 임상에서 가장 흔히 사용되는 DC 암백신은 체외에서 활성화시킨 monocyte-derived DC (MoDC)이다. MoDC는 골수 DC와 표현형 및 기능에 있어서 많은 공통점이 있지만 면역치료제로써 최적의 DC인지에 대해서는 의견이 분분하다. 또한 DC 성숙화 cocktail의 조성, 백신에 탑재되는 종양항원의 종류 및 특징, DC 투여량(1회 주입당 0.3×106 cells ~ 200×106 cells), 투여 경로(피하, 피내, 절내, 정맥, 종양내), 백신 스케줄(2주에 1회와 3-4회 또는 3-4주마다 최대 10회 주입)은 효과적이고 지속적인 면역반응을 유도하기 위해 결정되어야 할 중요한 사항이다[그림 1; Ref. 2, 6, 7].

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그림 1. 수지상세포 암백신 개발 전략



2.2.1 체외 배양 수지상세포

보통 사람의 말초혈액 단핵세포(peripheral blood mononuclear cell, PBMC) 내 존재하는 DC는 단지 약 1% 정도이다. 따라서 임상에 적용 가능한 수의 DC를 획득하기 위해 전구세포로부터 DC를 분화시키기 위한 방법들이 연구되어 왔다. 1994년, monocyte나 CD34+ 전구세포에 IL-4와 granulocyte-macrophage colony-stimulating factor (GM-CSF)를 처리하여 배양함으로써 DC로 분화시킬 수 있음을 발견하였다[8]. 현재도 이 방법이 임상에서 가장 많이 이용되고 있다. 하지만, 체외에서의 긴 배양시간과 DC로 분화시키는데 필요한 화합물이 DC의 기능에 부정적인 영향(예를 들어, 염증촉진 cytokine의 생성이 감소하는)을 미칠 수 있다[9]. 따라서 배양 기간을 줄이기 위한 방법이 연구되고 있으며 체내 순환하는 혈액 내 DC를 증식하는 방법, 가장 최근에는 혈액 내 DC subset을 분리 및 농축(enrichment)하는 방법들이 연구되고 있다.

• MoDC

전혈이나 백혈구분반술(leukapheresis)로 획득한 PBMC 내 monocyte로부터 분화된 DC를 MoDC라고 하며 DC 암백신에서 가장 흔히 이용하는 방법이다. 플라스틱 부착법이나 immunomagnetic bead를 사용하여 PBMC로부터 CD14+ monocyte를 분리하고, IL-4와 GM-CSF를 처리하여 며칠간 배양함으로써 미성숙 CD14CD83 DC로의 분화를 유도한다. 미성숙 DC가 성숙하도록 추가로 1-2일간 성숙 자극을 처리하는 동시에 종양 항원을 탑재한다. 성숙한 항원 탑재 상태의 DC는 냉동 보관하였다가 백신 스케줄에 따라 해동하여 사용한다. 이러한 방법은 시간이 오래 걸리고 비용이 많이 드는 단점이 있다[6].

주로 자가유래 DC가 치료제로 연구되고 있지만, 동종 이계의 DC를 이용하기 위한 연구도 임상에서 시도되고 있다[10]. 또한 제대혈 유래 CD11c+ DC가 동종 이계 DC 치료제의 가능한 대안으로 연구되고 있다[11]. 동종 이계 DC는 암환자에서처럼 기능에 문제가 생기지 않은 건강한 사람으로부터 얻을 수 있고 “off-the-shelf” 개념으로 제작할 수 있어 DC 생산의 단가를 낮추고 제작 시간을 단축하여 제약시장에서 보다 실현 가능한 치료제가 될 것으로 기대되고 있다.

• CD34+ 전구세포

CD34+ 전구세포는 백혈구분반술 전에 G-CSF를 전처리한 후 골수로부터 채집한다. 채집한 세포는 체외에서 최대 12일간 GM-CSF, Flt3L, TNFα, TGF-β, SCF를 처리하여 증식시킨다. 표현형은 피부 DC인 Langerhans cell (LC) 및 골수계 세포와 유사하다. MoDC와 진피-간질성(interstitial) DC와 비교하여, 성숙한 LC는 IL-15를 생성하여 보다 효과적으로 CD8+ T 세포 반응을 유도한다[12]. 최근, CD34+ 세포(제대혈, 골수, 말초혈액에서 유래한)에 Flt3L, SCF, GM-CSF를 처리하고 MS5 기질세포와 배양하면 3가지 주요 DC subset으로 분화시킬 수 있음을 확인하였다[13]. 이 방법을 적용하면 보다 많은 수의 각 DC subset을 획득할 수 있다. 예를 들어, CD141+ DC는 9배, pDC는 1.5배가 증가하였다. 이 배양 시스템에서 CD1c+ DC의 특징은 명료하지 않지만 혈액의 CD1c+ DC보다는 MoDC와 유사한 것으로 알려져 있다. 이 방법은 또한 항원 제시 기능을 향상시키도록 DC subset의 유전적 조작이 가능하다는 점에서 의미가 있다.

• CD1c+ DC와 pDC

그 동안 혈액의 DC subset은 소량이어서 임상에 이용되지 않았다. 하지만 한 연구진에서 체내에서 면역성을 확인하기에 충분한 양의 pDC를 성공적으로 분리하였다. pDC를 CliniMACS 분리시스템을 사용하여 백혈구분반술로 분리한 결과 평균 75%의 순도로 13×106 ~ 33×106의 세포를 채집하였다. 분리한 pDC는 IL-3를 처리하고 HLA-A2에 제한된 gp100과 tyrosinase peptide를 탑재하여 배양하였다. 제한된 세포수에도 불구하고 자가 유래 pDC로 치료한 결과, 환자에서 안전성과 항원 특이적인 CD4+ 및 CD8+ T 세포 반응 유도가 확인되었다[14]. 이것은 primary DC subset이 면역치료제로 이용 가능함을 보여주는 첫 연구 결과이다. 최근, 같은 연구진에서 전이성 흑색종 환자로부터 CD1c+ DC를 같은 방법으로 분리하여 평균 93%의 순도로 27-96×106의 세포를 채집하였다[15]. 분리한 세포는 GM-CSF를 처리하고 항원을 탑재하여 overnight 배양하였다. 환자에 3-10×106의 DC를 2주마다 절내로 주입한 결과, 안전성과 면역 반응을 확인하였다. CD141+ DC 또한 PBMC의 0.05% 정도에 불과하지만 현재 백혈구분반술을 통해 채집하는 것이 가능하다. 혈액의 DC를 이용하는 것의 가장 큰 이점은 antibody-coated magnetic bead (CliniMACS Prodigy)를 통한 빠른 분리가 가능하다는 점이다. 이 방법은 상당히 표준화되어 있어 다기관 임상시험 적용도 가능할 것이다.

• 인간 전분화능줄기세포

또 다른 전략으로 유도만능줄기세포(induced pluripotent stem cell, iPSC)와 배아줄기세포 (embryonic stem cell, ESC)를 포함한 인간 전분화능줄기세포(human pluripotent stem cell, hPSC)로부터 DC를 분화시키는 방법이 연구되고 있다. 현재 사용되는 방법으로 초기분화 단계인 배양체(embryoid body)를 이용하는 것과 기질세포주와 함께 배양하는 2가지 방법이 있다. 두 과정 모두 분화 유도의 중요한 시기에 다양한 성장인자(BMP-4, VEGF, GM-CSF, SCF, Flt3L, IL-4)를 이용하는 다단계 과정이다. 가장 중요한 점은, 이렇게 생성되는 DC는 bioreactor를 이용한 대량생산이 가능하다. 최근, lentiviral vector를 이용하여 hPSC에 종양항원 MART-1 유전자를 도입한 결과, 전형적인 DC marker를 발현하는 DC로 분화되고 TNF 처리에 의해 성숙되었다. 뿐만 아니라, 이 줄기세포 유래 DC는 MART-1 특이적인 CD8+ T 세포 반응을 유도하였다[16]. 따라서, 이 기술로 항원을 직접적으로 도입하여 MHC class I에 제시되도록 함으로써 CD8+ T 세포 반응을 자극하여 DC 백신의 효능을 향상시킬 수 있을 것이다. 줄기세포 유래 DC는 보다 면역원성이 높은 CD141+ DC와 같은 DC subset의 분리도 가능하게 할 것이다.

2.2.2 수지상세포의 성숙과 성숙 자극

DC의 성숙과정은 복잡하고 세포가 받는 자극의 종류에 의존적이다. TLR과 같은 pattern recognition receptor (PRR) 또는 RIG-I이나 inflammasome과 같은 세포 내 센서가 균의 생성물을 인지하여 성숙 과정이 유도될 수 있다. 또는 면역계 세포나 조직 손상에 의해 생성된 염증촉진 cytokine (TNFα, IL-1, IL-6, IFN-α)이나 죽은 세포에서 방출된 물질(heat-shock protein, RNA, DNA 등)에 의해서도 유도될 수 있다[1].

성숙과정을 거치며 DC의 phagocytosis 작용은 감소하는 반면에 항원 처리 및 제시 능력, 림프조직으로의 이동, T와 B세포를 활성화시킬 수 있는 능력이 강화된다; 림프조직으로의 이동과 면역 반응 활성에 필수적인 chemokine 수용체(CCR7), 부착분자(adhesion molecule), 보조자극 인자(CD54, CD80, CD86), immunoproteosome, MHC class I, II 분자의 발현이 증가한다. 이 과정에 생성된 cytokine은 Th1 세포(IL-12에 의해), Th2 세포, Treg로의 분화 유도와 같은 CD4+ T 세포의 면역반응에 영향을 미친다. 또한, naive 및 기억 B 세포, NK 세포(IL-12, IL-15, type I IFN의 작용에 의해), NKT 세포(CD1 분자에 항원을 제시하여)를 활성화하여 면역반응을 조절한다[1].

DC 백신의 목적으로 처음에는 미성숙하거나 준성숙(semimature) DC를 임상에 이용하였다. 하지만 이후의 결과들을 통해 성숙한 DC가 면역력과 임상결과 측면에서 우수함을 확인하였다[17]. 반면에 미성숙 DC는 항원 특이적인 반응을 유도하지 못하고 Treg로의 분화를 유도할 잠재력이 있어서 백신으로 이용할 경우 항원 특이적인 tolerance를 촉진할 가능성이 있다[18].

체내에서는 주로 병원균이나 상처가 DC성숙 자극으로 작용하지만, 체외에서는 다양한 자극을 통해 성숙시킬 수 있다. 최적의 DC 백신은 림프절로 이동하여 T 세포에 항원을 제시하고 costimulation할 수 있어야 하고 최상의 T 세포 활성화를 유도할 수 있도록 충분하게 생존해야 한다. 이를 위해, cytokine cocktail, TLR ligand, CD40 ligand와 같은 다양한 체외 배양조건이 연구되고 있다.

Cytokine cocktail이 DC를 성숙시키는 방법으로 가장 흔하게 이용되고 있다. Cytokine cocktail은 주로 TNFα를 포함하고 다음의 특정 cytokine들을 조합한다: IL-1β, IL-6, prostaglandin E2 (PGE2), monocyte-conditioned medium. 임상에서 일반적으로 DC 성숙에 사용되는 cytokine cocktail은 TNFα, IL-1β, IL-6를 PGE2와 조합하는 것으로, 처음으로 DC 성숙의 최적 표준으로 확립되었다[19]. 이 cocktail은 MHC class I, II와 CD40, CD80, CD86, CCR7의 과발현을 유도하지만 IL-12p70은 효과적으로 생성시키지 못했다. 하지만 다른 DC 성숙 자극(CD40L trimer, poly IC, LPS)과 비교하면, DC 성숙 표지의 발현에 있어서 가장 유사한 성숙을 유도하였다. 다른 연구에서 PGE2는 Treg로의 분화와 Th2 반응, IDO 발현을 유도하고 IL-12p70 생성을 약화시키는데 관여하는 것으로 알려져 있다[6]. 하지만 PGE2는 또한 CCR7 발현을 증가시켜 림프조직으로의 DC 이동을 증가시키고 DC 표면에 OX40L, CD70, 4-1BBL 발현을 유도하여 T 세포 증식을 강화하는 것으로 알려져 있다[20, 21].

최근에는, TLR ligand로 DC의 TLR이나 보조자극 경로(CD40-CD40L)를 활성화하여 덜 인위적인 경로로 DC의 성숙을 유도하는 방법이 연구되고 있다[22]. DC의 TLR이 활성화되면 DC 성숙, 보조자극 인자의 발현, cytokine과 chemokine의 생성이 유도된다[23]. 게다가, 서로 다른 TLR을 동시에 자극하면 IL-12 생성에 있어서 시너지 효과가 나타난다[24]. 따라서, TLR agonist는 효과적인 면역 반응을 유도하도록 체내 환경을 조절하는 동시에 최적의 DC를 유도할 수 있을 것이다. 일반적으로 DC 활성인자로 이용하는 TLR agonist로는 poly IC (TLR3), LPS (TLR4), resiquimod (TLR7)가 있다. MoDC의 경우, TLR3 agonist인 poly-ICLC와 TNFα, IL-1β, IFN-α, IFN-γ를 함께 처리하는 방법이 임상에서 이용되고 있다. 이 cocktail에 의해 성숙한 DC는 α-type-1 polarized DC (αDC1)라고 명명하고 다량의 IL-12p70을 생성하고 CCR7 ligand에 반응하여 이동하며 종양관련 항원(tumor-associated antigen, TAA)에 대한 CD8+ T 세포 반응을 유도하는 것으로 알려져 있다[25, 26]. 그 외 TLR4 agonist LPS, 독성이 약화되도록 변형한 LPS인 3-O-deacylated monophosphoryl lipid A (MPLA), 새롭게 합성한 TLR4 agonist인 glucopyranosyl lipid A도 DC를 성숙시키는 방법으로 연구되고 있다[27-29]. 또한 TLR agonist를 포함하고 있는 BCG (Bacille Calmette-Guerin)-SSI, Influvac, Typhim로 구성된 일반적으로 많이 쓰이는 예방 백신 cocktail도 DC를 성숙시키는 방법으로 이용되고 있다[22, 30].

CD40 ligand (CD40L)는 주로 활성화된 T와 B 세포에 발현되며 DC에 발현된 CD40 수용체에 결합하여 DC의 성숙을 유도할 수 있다. CD40L과 CD40이 결합하면 DC에 보고자극 분자의 발현과 IL-12와 같은 cytokine의 분비가 유도된다[6]. 방사선 조사한 CD40L을 발현하는 K562 세포주와 IFN-γ를 처리하여 DC를 성숙시킨 결과, 흑색종 환자를 대상으로 한 임상시험에서 이 DC 백신은 IL-12p70를 생성하고 항원 특이적인 CD8+ T 세포의 반응을 유도하였다[31].

마지막으로, DC의 기능을 조절하는 단백질을 암호화하는 mRNA를 DC에 도입하는 방법도 연구되고 있다[32]. DC에 TriMix 항원(항시활성 TLR4, CD70, CD40 ligand)을 암호화하는 mRNA를 electroporation으로 도입하고, 흑생종 관련 항원 중 하나(gp100, tyrosinase, MAGE-A3, MAGE-C2)를 HLA class II 표적 신호와 fusion하여 성숙시킨 DC(DC-LAMP 또는 TriMixDC-MEL로 명명)가 흑색종 환자에서 긍정적인 결과를 확인하여 임상시험을 진행 중이다.

DC 백신의 효능을 결정하는 또 다른 잠재적인 요인은 성숙과정에 소요되는 시간이다. 임상시험에 이용하는 DC 백신은 일반적으로 24-48시간 동안 성숙시키고 이 기간 동안 cytokine 생성을 평가한다. 하지만, DC가 성숙한 후 24시간 이내에 대부분의 cytokine이 생성되며 T 세포를 만나고 CD40L과 결합이 이루어진 후에야 다시 cytokine을 생성할 수 있는 능력을 획득한다. 따라서, DC를 성숙시키는 과정은 24시간 이내에 이루어지는 것이 보다 이상적이며 이를 통해 DC 백신이 체내로 투여된 이후에도 여전히 cytokine을 생성할 수 있을 것이다[33, 34].

2.2.3 종양 항원 탑재

DC에 항원을 탑재하는 방법으로 일반적으로 peptide, 단백질 및 자가유래/동종이계의 암세포와 배양하는 방법이 이용되고 있다. 짧은 합성 peptide(8-15 aa)는 DC 표면의 MHC 분자에 직접 탑재되는 반면에, 긴 합성 peptide(28-35 aa), 단백질 및 암세포는 MHC 분자에 탑재되기 이전에 peptide로 처리되는 과정이 필요하다. 짧은 합성 peptide의 경우, TAA에 대한 CD8+ T 세포 epitope를 임상시험에 이용하고 있는데 환자의 HLA haplotype을 알아야 하고 특정 haplotype에 결합할 수 있어야 한다. 긴 합성 peptide의 경우, DC 내에서 항원 처리 과정을 거치며 교차제시될 수 있어 CD8+ T 세포뿐만 아니라 CD4+ T 세포 반응도 유도할 수 있고 보다 장기적으로 항원을 제시할 수 있다[7, 35].

단백질 및 전체 종양 혹은 암세포주의 용해물을 항원으로 탑재하는 방법 또한 다양한 암종에서 이용되고 있다. 이 방법의 주요 이점은 (1) 서로 다른 haplotype의 MHC 분자에 여러 epitope가 제시될 수 있으므로 다양한 항원에 대한 CD4+와 CD8+ T 세포 반응을 유도할 수 있고, (2) 항원 처리과정이 필요하므로 지속적으로 항원을 제시한다는 점이다[36, 37]. 하지만 자가항원을 제시할 수도 있고 암세포가 필요하다는 단점이 있다. 다른 방법으로는 DC와 자가 유래의 암세포를 융합하는 방법이 있다. 융합을 통해 효과적으로 CD4+와 CD8+ T 세포 반응이 유도되었지만 이 방법 또한 암세포가 필요하다[38].

박테리아 또는 바이러스의 vector도 항원 탑재에 이용되고 있다. 박테리아로는 BCG, Listeria monocytogenes, Salmonella, Shigella로부터의 vector가, 바이러스로는 Canarypox virus, Newcastle disease virus, vaccinia virus, Sindbis virus, yellow fever virus, human papillomavirus, adenovirus, adeno-associated virus, lentivirus로부터의 vector가 연구에 이용되고 있다. 이러한 vector를 이용하여 TAA를 암호화하는 유전자를 삽입하거나, 안전성을 높이기 위해 독성과 복제인자를 암호화하는 유전자를 제거하거나, DC 성숙을 유도하는 등의 특정 이점을 가지도록 할 수 있다[6, 39]. 하지만 환자 genome으로 통합되어야 하고 vector에 대한 면역반응이 유도될 수도 있다. 앞에서도 언급하였듯이, 성숙화 인자나 특정 항원을 암호화하는 mRNA를 electroporation이나 양이온 지질(예를 들어, DOTAP)을 이용하여 DC에 transfection 할 수도 있다. Electroporation이 DC에 가장 효과적인 방법으로 알려져 있지만 CD4+ T 세포 유도 효율은 낮은 것으로 확인되었다[40].

DC 백신은 대개 바이러스 항원, cancer-testis antigen (CT 항원), 과발현된 항원, 분화된 항원을 표적으로 한다[41]. Deep sequencing 기술이 발달하며 종양의 독특한 돌연변이를 동정하고 잠재적인 항원을 예측하는 것이 가능하게 되었다. 이러한 항원은 정상 genome에는 발현되지 않으므로 종양 항원 특이적인 T 세포 반응의 효과적인 표적이 될 수 있다. 그러나 neoantigen의 빈도는 암종에 강하게 의존적이므로 DC에 공통 항원(분화 항원, CT항원)과 neoantigen을 조합하여 사용한다면 보다 효과적인 T 세포 반응을 유도할 수 있을 것이다[42]. 또한 CD4+와 CD8+ T 세포 반응을 모두 유도할 수 있는 높은 친화력의 면역원성 neoantigen에 대한 연구가 필요할 것이다.

그뿐만 아니라, DC는 peptide 외에 다양한 형태로 항원을 제시할 수 있다. 예를 들어, phosphopeptide와 citrullinated 항원은 HLA에 제시되어 T 세포에 인지된다. 이러한 항원은 항암 면역치료제의 새로운 표적이 되고 있다. 또한 지질 항원은 CD1d에 제시되어 NKT를 활성화할 수 있고, macrophage mannose receptor (MMR), DEC205, dendritic cell-specific intercellular adhesion molecule-3-grabbing non-integrin (DC-SIGN)과 같은 C-type lectin receptor (CLR)를 통해 탄수화물 구조를 가진 항원도 인지하여 획득할 수 있다[43-45].

2.2.4 수지상세포 투여 경로 및 이동

성숙한 DC는 림프절로 이동하여 면역 세포와 상호작용한다. 따라서, 환자에게 투여한 DC 백신의 림프절로의 이동이 면역반응 유도에 중요하다. DC 백신의 투여 경로로는 피내(intradermally), 절내(intranodally), 피하, 정맥, 혹은 직접적으로 종양 내로(intratumorally) 투여하는 방법이 있다. 하지만 아직 최적의 투여 경로는 확립되지 않았다.

피내 또는 절내로 투여한 DC의 이동력이 서로 다름을 신티그램 촬영과 MRI를 통한 암환자에서의 DC 영상을 통해 확인하였다[46]. 다량의 DC를 피내로 투여한 결과, DC는 접종 부위에 남아있거나 죽어서 48시간 이내에 사라지고 단지 5% 이하만이 림프절에 이르렀다. 정확한 절내 주입에 의해서는 피내 주입보다 많은 비율의 DC가 림프절로 이동하였다. 하지만 이러한 차이에도 불구하고, 면역 반응은 두 경로에서 비슷하게 유도되었다[47, 48]. 이 결과에 미치는 요인으로는 림프절로 정확하게 백신을 주입하는 기술적인 어려움이 있을 수 있다. 잘못된 주입은 림프절 구조를 파괴할 수 있기 때문이다. 또 다른 가능성은 절내 주입의 경우 모든 백신이 림프절로 이동하지만 피내 주입은 생존하고 성숙한, 기능을 갖춘 DC만이 림프절로 이동하여 T 세포 반응을 유도하기 때문일 것이다. 이는 많은 수의 DC가 림프절에 이르는 것이 면역반응에 결정적이지 아닐 수 있음을 보여준다. 한 연구는 세포 투여량을 줄이면 오히려 DC의 이동이 향상됨을 보여주었다[49]. 정맥으로 투여한 경우에는 DC가 빠르게 2차 림프조직으로 이동하였다. 직접적으로 종양 내로 투여한 경우에는 DC가 접종 부위에 남아 있어 림프절에서는 소량만이 검출되었다[50]. 새로운 전략으로는 DC 백신을 한가지 이상의 경로로 투여하는 방법(예를 들어, 피내와 정맥으로 투여하면 전신 반응을 유도)이 이용되고 있다.

또한, 접종 부위에 전처리(pre-conditioning)를 통해 DC의 이동을 향상시키는 방법이 연구되고 있다. 처음으로 시도된 것은 동물모델에서 cytokine TNF를 전처리하거나 DC를 활성화하여 림프절로의 이동과 백신 효능을 증가시킨 것이다[51]. 마찬가지로, TLR7 agonist imiquimod을 국소 처리한 결과, DC와 T 세포가 피부로 모이고 DC 백신의 이동이 강화되었다[4]. DC 백신 접종 부위에 tetanus/diphtheria toxoid (Td) vaccine을 전처리한 교아세포종 환자에서의 임상 결과 DC의 림프절로의 이동이 향상되었다[52]. 즉, DC 백신 접종 부위에 국소 염증 반응을 유도하여 DC 이동을 향상시킬 수 있을 것이다.

2.2.5 체내 수지상세포 표적화 기술

체외 배양은 DC 백신에 있어서 가장 흔히 사용되는 방법이지만 생산과정에 많은 노동력과 비용을 요하며 표준화와 규모 확대가 어려운 단점이 있다. 항원을 이용하여 체내 DC를 직접적으로 활성화함으로써 이러한 단점을 극복하고 규격품을 생산할 수 있을 것이다[53]. 따라서, 보다 규모를 확대하여 생산할 수 있고 중요한 점은, 체내 DC 표적화는 체내 다양한 장소에 있는 natural DC subset을 직접적으로 활성화시킬 수 있다는 것이다.

체내 DC를 이용하는 초기 방법은 암세포가 GM-CSF를 분비하도록 유전적으로 조작하여 종양 주변으로 APC를 모으고 그 기능을 향상시키는 것이었다[54]. 이를 보강하여 개발된 GVAX는 GM-CSF를 분비하는 동종이계 췌장 세포주로서, 췌장암으로 DC와 T 세포가 모이도록 하였다[55]. 마찬가지로, 성장인자 Flt3L를 투여하여 혈액 내 순환하는 DC를 체내에서 증식시키는 방법도 연구되고 있다[56]. 10일간 매일 Flt3L를 투여한 결과, CD1c+ DC 수는 130배, CD141+ DC는 48배, pDC는 6-16배 정도로 증가하였다. 흥미롭게도 Flt3L을 종양 내로 처리하면 DC가 TME로 이동할 뿐만 아니라 전신으로 이동하였다. 따라서, Flt3L은 DC의 세포수 및 종양으로의 분포를 증가시키고 성숙화 자극을 제공함으로써, 항암 T 세포 면역반응을 향상시킬 수 있을 것으로 기대된다.

Natural DC를 활성화하는 새로운 방법으로 항원 및 보조제를 결합한 항체가 연구되고 있다. 어떤 면에서는, 다양한 백신 전략(예를 들어, DNA, peptide)이 체내 DC에 항원을 탑재하기 위한 방법으로 간주될 수 있다. DC 세포 표면 수용체를 표적으로 하는 항체에 항원을 결합시키면 DC로 endocytosis되며 항원이 섭취된다. Agonist CD40 항체의 경우 DC를 활성화하여 염증성 cytokine을 분비하도록 하고 T 세포 활성을 유도한다. 화학요법 이후에 CD40 항체를 처리한 mouse 모델에서 CD8+ T 세포 반응이 나타나고 종양 성장이 감소됨을 확인하였다[57]. 흥미로운 점은 CD40 항체는 monocyte를 활성화하여 TME도 조절하였다[58]. 또한 면역관문 억제제(immune checkpoint inhibitor, ICI)와 병용처리한 동물모델에서, agonist CD40 항체는 ICI에 대한 내성을 극복시키고 생존을 향상시켰다[59].

DC subset이 서로 다른 CLR을 발현하기 때문에 CLR은 또 다른 매력적인 표적이다. CLR(DEC205, Langerin, Clec9A)에 대한 항체는 DC 활성화를 통해 동물 연구에서 T 세포 반응을 유도하였다[60]. 하지만, 이러한 항체-항원 conjugate는 면역반응을 촉진하는 보조제와 함께 투여하지 않으면 면역반응보다는 tolerance를 유도할 수 있다[61]. DEC205에 대한 항체에 종양 항원 NY-ESO-1을 fusion한 백신을 서로 다른 TLR agonist로 조성된 보조제와 함께 투여한 임상 시험에서 NY-ESO-1 특이적인 면역반응이 효과적으로 유도됨을 확인하였다[62]. 마찬가지로, 다른 연구자는 natural DC subset을 표적으로 하기 위해 나노 입자에 항원과 보조제를 함께 탑재하고 이를 항체에 결합시킨 치료제를 개발하였다[63]. 이것의 이점은 전신에 주는 영향은 배제하고 항체에 표적이 되는 DC만을 보조제로 활성화하고 TAA를 탑재할 수 있다는 것이다.

체내 DC를 활성화하는 또 다른 방법으로 RNA lipoplex를 전신 투여하여 TAA를 전달하는 방법이 연구되고 있다. lipoplex는 RNA가 분해되지 않도록 보호하고 RNA는 pDC의 활성을 유도하여 type I IFN이 분비되도록 하였다[64]. 하지만, 체내 표적화 기술에 있어서 특이성과 표적에 대한 이상적인 항체, 충분한 DC 활성화를 유도하기 위해서는 아직 연구가 필요하다.

2.3 수지상세포 백신의 나아갈 길

임상시험에서 DC 백신의 효능은 종양 특이적인 T 세포 반응으로 확인하고 DC 백신의 성숙은 보조자극 인자의 발현과 백신 효능 유도의 주요 인자인 IL-12로 확인한다. 하지만 DC 백신의 임상적 효능 및 이를 측정하는 방법은 아직 명확하지 않다. 얼마만큼의 IL-12가 실제로 충분한 것인지, DC 백신 투여 후 또는 T 세포와 만날 때까지 IL-12를 생성하고 있는지 확인되지 않았다. 또한 DC 백신을 생산하는 최적의 방법에 대해서도 여전히 의견이 분분하다.

DC 백신의 성공을 제한하는 또 다른 요인은 TME이다. TME는 여러 기전을 통해 DC 백신의 암세포에 대한 면역반응 유도 작용을 방해한다. 따라서, DC 백신을 최적화하기 위해서는 TME에 의한 면역 회피 기전을 극복할 수 있는 전략에 대한 연구가 필요할 것이다.

2.3.1 병용요법

• 항암화학요법과의 병용요법

화학요법이 면역억제 효과가 있으므로(예를 들어, 화학요법에 의해 백혈구 수치 감소), 화학요법과 DC의 병용은 직관적으로는 문제가 있다. 하지만 실제 이 요법은 종양의 크기를 감소시킬 뿐만 아니라, 면역 반응을 증가시켰다; 골수 유래 억제세포(myeloid-derived suppressor cell, MDSC)와 Treg는 감소하고 CD8+ T 세포의 세포용해 인자의 암세포로의 투과율이 증가하였다. 게다가, 면역세포를 감소시켜 항암효과를 나타낼 세포가 증식할 수 있는 최적의 cytokine 환경을 조성하였다. 이러한 이유로, T 세포를 환자에 투여할 때 화학요법과의 병용이 종종 이루어지고 있다[65]. 항암제와 T 세포 병용요법과 함께 DC 백신의 병용이 임상에서 진행되고 있다[66-68]. DC 백신은 기억면역세포를 유도할 수 있다는 이점이 있다. 게다가, 다양한 항암제는 면역세포의 죽음을 유도하여 이러한 세포가 DC 백신에 의한 항암 면역효과를 나타내는데 있어서 보다 민감하게 반응하도록 한다[69]. 화학요법과 DC 백신에 자가유래 T 세포를 병용 치료한 폐암 환자에서의 임상 3상에서 항암제 단독에 비해 전체 생존율이 증가함을 확인하였다[70]. 또한 화학요법과 DC 백신에 COX-2 억제제를 병용하는 임상 3상이 흑색종 환자를 대상으로 진행 중이며 고무적인 결과를 보이고 있다[71].

• 표적치료제와의 병용요법

표적치료제는 암세포에 다량 발현되는 특정 세포 표면 수용체나 세포 내 신호기전의 효소 단백질을 표적으로 하는 단일클론 항체나 작은 분자로 암세포만을 선택적으로 공격하는 치료물질이다. 이러한 표적치료제의 면역조절 효과에 대한 전임상 결과들이 보고되고 있다. 예를 들어, BRAF 억제제인 vemurafenib은 Treg 기능을 억제하고 anti-HER2 항체인 trastuzumab은 암세포에 MHC class I 발현을 회복시킨다[72, 73]. Tyrosinase kinase 억제제인 sunitinib은 전임상 연구에서 다양한 수용체를 표적으로 하여 TME에서 MDSC를 감소시키고 DC에 PD-1 발현을 감소시키며 면역억제 cytokine의 분비를 억제시켰다[74]. DC 백신(AGS-003, Argos Therapeutics)과 sunitinib을 병용 치료한 말기 신세포암 환자에서 CD8+ T 세포의 증식과 환자 생존의 긍정적인 결과를 확인하였다(임상 2상). 현재 이에 대한 임상 3상이 진행 중이다.

• 면역관문 억제제와의 병용요법

ICI는 면역 억제 수용체를 표적으로 하는 항체로, 많은 임상시험을 통해 뛰어난 치료 효과를 보여 왔다. CTLA-4와 PD-1/PD-L1을 표적으로 하는 항체가 미국 FDA 승인을 받았고 그 외에도 항-LAG-3 항체, 항-TIM-3 항체와 같은 다수의 ICI가 임상시험을 진행 중이다[75]. 그러나 ICI는 종양으로의 T cell의 침투가 제한적인 non-inflamed tumor, 면역 내성 표현형과 같은 제한요소로 인해 일부 환자에게만 효과가 있다. 또한 ICI는 항암효과를 높이기는 하지만 종양 선택적이지는 않기 때문에, DC 백신과의 병용요법을 통해 보다 선택적으로 T 세포 반응을 유도할 수 있을 것이다. 뿐만 아니라, DC를 ICI와 함께 사용한다면 DC가 항원을 교차제시하여 다양한 종양 항원에 대한 면역반응을 유도할 수 있을 것이다[76].

병용요법의 적절한 시기를 결정하는 것 또한 치료 효능에 중요할 것이다. 이론상 DC 백신을 먼저 투여하면, DC가 종양 특이적인 면역반응을 유도하고 ICI가 이러한 효과를 증폭시켜서 순환성 T 세포를 증가시킬 수 있다. 실제로 몇몇 연구에서 DC 백신 이후에 항-CTLA-4 항체(Ipilimumab)를 처리한 결과, DC 백신에 의한 T 세포 반응이 강화되었다[77]. 또한 단독 요법보다 DC 백신과 Ipilimumab의 병용요법이 효과적임을 흑색종 환자를 대상으로 한 임상시험에서 확인하였다[78]. 다른 ICI와의 병용요법에 대한 임상도 현재 진행 중이다. 최적의 시기를 결정하고 하나 혹은 두 개의 ICI를 함께 사용하는 것이 효과적인지 결정하기 위해서는 체계적인 접근이 필요할 것이다.

2.3.2 종양미세환경에 의한 면역억제 극복

종양 면역요법에서 가장 중요한 과제는 종양 내 면역 억제 환경을 극복하는 것이다. 암세포는 암 성장을 촉진하기 위해 다양한 cytokine과 작은 분자를 생성한다. 이들은 주로 종양의 침습성과 혈관신생을 촉진할 뿐만 아니라, TGF-β, VEGF, IL-10, PGE2와 같은 면역억제 cytokine을 분비하여 DC와 T 세포의 기능을 저해한다. TME는 종양항원의 발현이 상실되도록 하고 MHC class I 발현을 감소시켜서 면역 인식을 회피하도록 하고 면역억제 cytokine을 생성시키는 기전을 활성화하고 costimulation는 약화시키는 반면에 inhibitory ligand 및 IDO를 발현하도록 할 뿐만 아니라, Treg와 MDSC를 증식시키고 종양으로의 이동을 유도한다[79]. 게다가, 종양의 혈관구조 자체가 T 세포의 종양으로의 접근을 막는 중요한 장벽을 형성한다[80]. 따라서, 이러한 종양 회피 기전을 저해하여 DC 백신의 효능을 향상시키기 위한 전략으로 면역촉진 cytokine이나 TLR ligand를 DC 백신의 보조제로 포함하거나, Treg 및 MDSC를 억제하기 위한 항체 및 저해제, 항암 바이러스, stimulator of interferon genes (STING) agonist 등이 연구되고 있다.

IL-2는 종양에 의한 기능장애 및 죽음으로부터 effector CD8+ T 세포를 보호한다는 점에서 DC 백신 보조제로 가장 널리 연구되었다. 하지만, 비임상에서의 명확한 효과에도 불구하고, 임상시험에서는 큰 효과를 확인할 수 없었다[81]. IFN-α 또한 DC 백신과 함께 투여한 결과, 큰 효과가 나타나지 않았다[82]. 그 외, DC 백신과 함께 투여하기 위해 GM-CSF, IFN-γ, IL-12가 연구되고 있다.

TME를 조절하는 다른 방법으로는 면역 억제세포를 저해하는 방법이 연구되고 있다. 항-CD25 항체는 동물 모델에서 Treg를 감소시키는 작용을 하여 면역 반응 활성화를 통해 종양 성장을 억제하였다. 하지만, 사람에서는 Treg가 효과적으로 제거되고 종양 특이적인 T 세포가 증가되었음에도 DC 백신의 효능이 향상되지 않았다[83]. 오히려 Treg를 감소시키는 약물에 의해 DC 백신의 효과가 약화되는 결과가 나타났다(예를 들어, NK 세포의 결핍, tolerogenic DC 유도, 비활성 Treg 생존 촉진)[84]. Treg와 마찬가지로, 대식세포와 과립성 백혈구를 포함한 다양한 면역 세포들도 직접적으로 CD8+ T 세포의 반응을 억제하여 면역 활성을 저해함으로써 암성장을 가능하게 한다. 이러한 MDSC를 억제하면 CD8+ T 세포의 항암 활성을 회복시킬 수 있을 것이다. 따라서, MDSC를 표적으로 한 COX-2 저해제와 arginase 저해제를 포함한 약물들이 연구되고 있다[85]. 또한 indoleamine 2,3-dioxygenase (IDO) 저해제가 Treg와 MDSC의 활성을 저해하는 면역조절물질로 연구되고 있다[86]. 현재, IDO 저해제와 DC 백신의 병용요법이 전립선암과 유방암 환자를 대상으로 임상시험을 진행 중이다.

Talimogene laherparepvec (T-VEC 또는 OncoVEX)는 최초로 FDA 승인을 받은 전이성 흑색종에 대한 항암바이러스(oncolytic virus)이다. 사람의 herpes simplex virus 1에서 유래되며 GM-CSF를 암호화한다. 이 항암바이러스는 직접적으로 암세포를 죽일 뿐만 아니라 내재 면역반응을 활성화하고 종양 특이적인 면역반응을 유도하여 TME의 면역 억제를 효과적으로 감소시켰다[87]. 다른 방법으로, 바이러스 감염을 흉내내어 poly-ICLC 또는 CpG를 종양 내로 투여하는 방법이 연구되고 있으며 이 경우, 항바이러스 면역반응이 유도되는 부작용이 없다는 이점이 있다[88, 89].

TME를 조절하는 또 다른 방법으로 STING 경로를 직접적으로 활성화하는 것이 알려져 있다. STING agonist를 종양 내로 투여하여 IFN-β 생성을 자극한 동물모델에서 종양이 감소함을 확인하였다[90].

또 다른 전략으로 유전자 조작을 통해 DC의 기능을 향상시키기 위한 연구가 수행되고 있다. The Clustered, Regularly Interspaced, Short Palindromic Repeats-associated Endonuclease 9 (CRISPR-Cas9)은 특정 유전자를 절단할 수 있는 유전공학 기술로 표적 유전자를 Knock-out하거나 원하는 유전자로 수정하는 것이 가능하다. CRISPR-Cas9은 특정 서열에 특이적으로 결합하는 guide RNA와 특정 서열을 자르는 Cas9 nuclease로 구성되어 있다. 이 기술로 DC를 조작하여 PD-L1과 같은 억제인자와 IL-10과 같은 면역억제 cytokine의 발현을 저해함으로써 DC의 효능을 향상시킬 수 있을 것이다. 현재 이러한 연구가 수행되고 있다[6].

2.4 국내외 수지상세포 암백신 개발동향

2.4.1 체외 배양 수지상세포 암백신

미국 FDA 승인을 받은 최초의 세포치료제는 전립선암 치료제인 Provenge (Sipuleucel-T)이다. Provenge 는 CD54+ DC를 기반으로 하고, B 세포, monocyte, NK 세포를 포함하는 혼합물로 체외에서 PA2024 융합단백질(대부분의 전립선암세포의 세포막성분인 prostatic acid phosphatase (PAP)와 GM-CSF로 이루어짐)과 배양한 후 환자에게 투여하였다. 제1상과 2상 임상시험에서 그 안전성과 PAP에 대한 면역반응을 확인하였고 3상에서 4.1개월의 생존기간의 연장을 확인하여 2010년 시판을 승인 받았다. 하지만 Provenge는 1인당 10만 달러(약 1억 1400만 원)에 이르는 비용에도 환자의 생존기간을 크게 늘리지 못해 상업화에 성공하지 못했다. 암 치료백신의 시장을 열었다는 점에서 큰 의미가 있지만 혁신적인 기술이더라도 기존 치료법보다 탁월한 효능을 발휘하고 치료비용이 합리적이어야 함을 시사하였다. Dendreon사가 파산하며 Provenge는 2015년 캐나다의 Valeant Pharmaceuticals사가 인수하였고 2017년에는 이를 중국 Sanpower 그룹이 인수하였다. 현재, Provenge의 효능을 강화하기 위해 항-PD-1 항체(CT-011), 항-CTLA-4 항체(ipilimumab), IL-7과의 병용치료가 임상에서 시도되고 있다.

2013년 기준 국내 전체 암발생자수는 갑상선, 위, 대장, 폐, 유방, 간, 전립선, 췌장, 담낭, 비호지킨 림프종, 신장, 방광, 자궁경부, 구강, 백혈병, 식도, 난소, 자궁체부, 뇌, 다발성 골수종, 후두, 호지킨 림프종, 고환 순이다(국가암정보센터). 각 적응증에 따른 국내외 수지상세포 치료제 개발 현황을 표로 나타내었다[표 1; 임상 3상 이상]. 현재까지 국내외 DC 암백신은 주로 MoDC를 이용하여 개발되고 있다.

대장암의 경우, DanDrit Biotech USA사가 개발한 MelCancerVac는 대장암과 흑색종에서 임상 2상까지 진행한 바 있으며 현재 4기 대장암 환자를 대상으로 임상 3상을 계획하고 있다. 흑색종 세포가 대장암 세포와 몇몇 공통된 항원을 발현한다는 점을 이용하여 MelCancerVac은 자가유래 MoDC에 동종 이계의 흑색종 세포 용해물을 항원으로 탑재하였다.

미국의 Introgen Therapeutics사가 개발한 INGN-225(Ad.p53-DC)는 자가유래 MoDC에 adenoviral vector를 통해 p53 유전자를 도입한 것으로 폐암과 유방암 환자를 대상으로 현재 임상 2상을 진행 중이다.

간암의 경우, 국내 JW크레아젠이 개발한 CreaVax-HCC는 AFP (alpha-fetoprotein), GPC-3 (glypican-3), MAGE-1 (Melanoma-associated antigen 1), NY-ESO-1, Aurora-A, Gankyrin 등의 TAA를 탑재한 자가유래 MoDC로 현재 근치적 절제술을 받은 간암 환자를 대상으로 임상 3상을 진행 중이다. 또한 국내 최초로 신장암 DC 치료제인 CreaVax-RCC를 개발하여 임상 3상 조건부 시판 허가를 받은 바 있다. 이외에도 CreaVax-PC와 CreaVax-BC를 개발하여 각각 전립선암과 glioblastoma multiforme (GBM) 환자를 대상으로 임상을 진행 중이다.

미국의 Northwest Biotherapeutics사가 개발한 전립선암 치료제 DCVax-Prostate는 자가유래 MoDC에 재조합 prostate-specific membrane antigen (PSMA) peptide을 처리하여 항원을 탑재하였고 임상 3상에서 중단되었다. Northwest Biotherapeutics사의 DCVax-L (DCVax-Brain)은 GBM 환자를 대상으로 임상 3상을 진행 중이다. 이외에도 다양한 암종을 대상으로 한 DCVax-direct(직접적으로 종양 내로 투여하여 direct라 명명)가 임상 2상을 진행 중이다.

체코의 Sotio a.s.사가 개발한 DCVAC/PCa 또한 전립선암 환자를 대상으로 임상 3상을 진행 중이다. DCVAC/PCa은 자가유래 MoDC에 높은 유체정압(hydrostatic pressure)을 가해 죽인 암세포를 항원으로 탑재하였다. Sotio a.s.사는 이외에도 난소암 치료제인 DCVAC/OvCa를 개발하여 현재 임상 2상을 진행 중이고 폐암 치료제인 DCVAC/LuCa는 1/2a상을 진행 중이다.

췌장암 치료제로는 일본의 Tella사가 개발한 Vaccell이 현재 임상 3상을 진행 중이다. Vaccell은 자가유래 MoDC에 Wilms' tumor1 (WT1), MUC1 등의 항원을 탑재하였다.

신장암 치료제로는 미국의 Argos Therapeutics사가 개발한 AGS-003이 현재 신세포암 환자를 대상으로 임상 3상을 진행 중이다. AGS-003은 자가유래 MoDC에 환자의 종양 조직으로부터 분리하여 증폭시킨 mRNA 샘플과 합성 CD40L mRNA를 electroporation으로 도입시켜 DC의 이동력과 활성을 높였다. 최근 AGS-003를 ICI(항-PD-1 항체)와 병용요법으로 수행한 신세포암 동물모델 실험에서의 긍정적인 효과를 바탕으로 연구자 주도 임상을 계획하고 있다. 이외에도 AGS-003-LNG 및 AGS-003-BLD는 각각 NSCLC 및 방광암 환자를 대상으로 연구자 주도 임상 2상을 진행 중이다.

난소암의 경우, 호주의 Prima BioMed사가 개발한 CVac이 난소암 환자를 대상으로 임상 2상까지 완료하였고 최근 미국 Sydys.로 이전을 위한 제휴를 맺었다. CVac은 자가유래 MoDC에 Mucin 1-glutathione S-transferase와 Oxidized Polymannose의 fusion protein을 항원으로 탑재하였다.

뇌암 치료제로는 미국의 ImmunoCellular Therapeutics사가 개발한 ICT-107가 현재 GBM 초진환자를 대상으로 임상 3상을 진행 중이다. ICT-107은 자가유래 MoDC에 6개의 GBM TAA peptide를 탑재하였다. 이외에도 CD133 줄기세포 항원을 표적으로 하는 ICT-121를 개발하여 재발된 GBM 환자를 대상으로 임상 1상을 진행하였고 난소암 줄기세포 항원을 표적으로 하는 ICT-140을 개발하여 난소암 환자를 대상으로 임상 1상을 진행 중이다.

다발성 골수종 치료제로는 국내 파미셀이 골수 조혈 줄기세포로부터 분화시킨 DC로 항암 면역세포 치료제를 개발하여 임상 1상을 진행한 바 있다. 현재는 전립선암과 난소암을 대상으로 비임상 유효성시험 단계에 있다. 또한 국내 박셀바이오가 자가유래 MoDC에 UVB-방사선 처리한 환자의 골수종세포를 항원으로 탑재한 Vax-DC/MM을 개발하여 최근 재발성, 불응성 다발골수종 환자에서 임상 1/2a상을 마쳤다.

미국의 Caladrius Biosciences사가 개발한 DC-TC(또는 TC-DC, eltrapuldencel-T, CLBS20, NBS20, melapuldencel-T, ovapuldencel-T로 명명)는 전이성 흑색종 환자를 대상으로 임상 3상을 진행 중이었으나 최근 경쟁약물들로 인한 시장성의 문제로 임상을 중단하였다. DC-TC는 자가유래 MoDC를 방사선 처리한 환자의 암세포와 GM-CSF를 함께 배양하여 항원을 탑재하였다.

인도의 APAC BIOTECH사가 개발한 APCEDEN은 자가유래 MoDC에 환자의 종양 용해물로 항원을 탑재한 DC 암백신으로 다양한 고형암(위암, 대장암, 폐암, 유방암, 전립선암, 췌장암, 담관암종, 신장암, 자궁암, 난소암, 육종, 두경부암, 피부암, 흑색종) 환자를 대상으로 한 임상 2상에서 효능을 확인하였다.

마지막으로, 일본의 아베종양내과가 개발 중인 ABE Vax 연구에 국내 선진바이오텍이 공동으로 임상을 진행 중이다. ABeVax는 MoDC에 New WT1, MAGE-A3, Her2, GV1001, Survivin 등 총 15여가지의 암항원 중 환자에 맞는 4-6종의 암항원을 항원으로 탑재하였고 heat shock protein (HSP)을 추가하여 NK 세포의 활성을 높였다. 최근 미국 특허청으로부터 특허권을 인정 받은 바 있다.

표 1. 국내외 적응증에 따른 수지상세포 암백신 개발현황(임상 3상 이상)
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AFP, alpha-fetoprotein; GPC-3, glypican-3; MAGE-1, Melanoma-associated antigen 1; Provenge, sipuleucel-T; PSMA, prostate-specific membrane antigen; DC-TC, TC-DC, eltrapuldencel-T, CLBS20, NBS20, melapuldencel-T, ovapuldencel-T; WT1, Wilms’ tumor 1.

2.4.2 체내 수지상세포 표적화

덴마크의 Bavarian Nordic이 개발한 전이성 전립선암 치료제 PROSTVAC (rilimogene galvacirepvec/rilimogene glafolivec)은 2가지 서로 다른 재조합 pox-virus가 전립선암 특이 항원(PSA)과 3가지 T 세포 보조 분자(TRICOM; LFA-3, ICAM-1, B7.1)를 발현하도록 제조한 백신이다. PROSTVAC을 피하 주사하면 체내 DC로 도입되어 DC가 PSA를 항원으로 제시하도록 한다. 현재 전립선암 환자를 대상으로 임상 3상이 진행 중이며, ICI (nivolumab, ipilimumab)와의 병용요법으로 임상 1/2a 상을 진행 중이다.

췌장암의 경우, 미국의 Aduro Bio tech사가 GVAX와 CRS-207의 병용요법으로 임상시험을 진행 중이다. 앞에서도 언급했듯이, GVAX는 GM-CSF를 분비하도록 유전자 조작된 췌장 세포주이다. 전립선암 환자를 대상으로 한 임상 3상에서 단독으로는 효능을 입증하지 못했고 CRS-207와의 병용요법으로 한 임상 2a 상에서 효능을 확인하였다. GVAX는 체내 DC 및 T 세포의 종양으로의 이동을 유도하였고 CRS-207은 생약화 유전자 변형 L. monocytogenes균으로 TAA인 mesothelin을 분비하여 CD8+ T 세포의 항암면역 반응을 활성화하였다. GVAX와 CRS-207의 병용요법은 임상 2b상에서는 전체 생존률에 대한 효능을 입증하지 못했다. 현재는 GVAX, CRS-207와 Nivolumab과의 병용요법으로 임상을 진행 중이다.

국내에서는 젬백스앤카엘과 제넥신이 체내 DC를 활성화시킬 수 있는 면역항암치료제를 개발 중이다. 젬백스앤카엘이 개발한 GV1001은 telomerase의 구성 요소 중 상대적으로 면역원성이 큰 Telomerase reverse transcriptase (TERT)의 611-626번째 amino acid에 대한 peptide이다. Telomerase는 정상세포에서는 거의 발현이 안되는 반면에 암세포에서는 공통적으로 발현된다. GV1001를 피내 투여하면, DC가 이를 항원으로 제시하여 CD4+와 CD8+ T 세포가 활성화되며 항암효과를 나타낸다. GV1001은 영국에서 췌장암 환자에 대한 임상 3상을 진행하여 혈중 Eotaxin 수치가 높은 환자에서 그 효능을 확인하였다. 이를 근거로 Eotaxin 지표가 높은 환자(81.02pg/mL)를 대상으로 유효성을 입증하는 국내 3상을 병행하는 조건으로 2014년 식품의약품안전처로부터 시판허가를 받았다. 현재는 국소진행성 및 전이성 췌장암 환자를 대상으로 Gemcitabin/Capecitabine과 병용투여하는 다기관 평행설계 임상 3상을 진행 중이다.

제넥신이 개발한 자궁경부전암 치료백신인 HPV E6/E7 DNA 백신(GX-188E, RIAVAX)은 투여 시 체내 DC가 E6/E7 항원 제시와 함께 Flt3L를 발현하도록 한다. GX-188E를 투여한 자궁경부전암 환자에서 E6/E7-특이적인 IFN-γ 생성 Th1 반응이 유도됨을 임상1상에서 확인하였고 자궁경부전암 3기 환자를 대상으로 한 2상에서 그 효능을 입증하였다. 최근, GX-188E와 pembrolizumab와의 병용요법에 대한 임상 1b/2상을 Merck와 공동으로 진행 중이다.

3. 결론

지난 20여 년간 DC 면역치료제 분야에서 최적의 암백신을 찾기 위해 다양한 시도가 있었다. 이러한 연구를 통해 DC와 항암 면역치료제에 대한 이해를 높여왔으며 치료 효능을 높이는데 상당한 진보를 이루었다. 하지만 임상에서 보다 효과적인 결과를 확인하기 위해서는 DC 백신의 최대 잠재력을 이끌어내기 위한 연구가 필요할 것이다.

DC 면역치료제 관련 최근 연구에 따른, DC에 탑재하는 neoantigen의 이용은 보다 강한 면역반응을 유도할 것이고, natural DC subset으로 구성된 DC 백신은 보다 빠른 생산과 표준화된 방법으로 다기관 임상이 가능할 것이다. 또한 TME의 면역억제 기전을 극복하기 위한 병용요법과 새로운 연구기술과의 접목은 단독치료의 한계를 극복시키고 DC 암백신의 효능을 향상시킬 수 있을 것이다.

4. 참고문헌

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정의경(2017). 수지상세포 항암면역치료의 최신 연구동향. BRIC View 2017-T32. Available from http://www.ibric.org/myboard/read.php?Board=report&id=2811 (Sep 05, 2017)
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